UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO INSTITUTO DE BIOTECNOLOGÍA MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS EN BIOTECNOLOGÍA

UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO INSTITUTO DE BIOTECNOLOGÍA MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS EN BIOTECNOLOGÍA PCR ALUMNOS: CORTAZAR MARTÍNEZ ADRIANA SILVA RINCÓN ELSA PATRICIA JUNIO, 2004

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ÍNDICE Introducción Historia y Desarrollo Metodología básica Componentes de la reacción Nucleótidos Primers Especificidad Secuencias complementarias Contenido de G/C Secuencia de los extremos 3’ Temperatura de asociación Cálculo de la temperatura de fusión (Tm) Programas de Diseño de Primers Templado Polimerasa Concentración de Magnesio Otros componentes de la reacción Parámetros de la reacción Desnaturalización Alineamiento Extensión Número de ciclos Termocicladores Identificación de los productos de PCR RT PCR PCR en tiempo real Técnicas de detección SYBR greenTM Hydrolysis probes Hairpin probes (Molecular BeaconsTM) Hybridization probes Scorpions Cuantificación Genes estándares El efecto de limitar los reactivos PCR competitivos cuantitativos Máquinas para PCR en tiempo real Ventajas del tiempo Real Primers Degenerados Uso de los primers degenerados Diseño de los primers degenerados Alineación de la secuencia Información de la secuencia terminal de aminoácidos Degeneración de primers

1 2 4 4 4 5 6 6 6 6 6 7 7 8 8 9 9 9 10 10 11 11 12 13 15 16 17 17 18 18 19 20 21 24 24 25 26 27 28 28 29 29 29 29

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La reacción de PCR El cóct el de PCR Los ciclos de PCR (el termociclador) Problemas comunes Secuenciación Controles Long PCR Aspectos Generales Programa genérico para Long PCR para el Perkin Elmer 9600 Hot Start PCR in situ Principios y Métodos Otras variantes de la PCR Multiplex PCR Nested PCR Clonación de productos de PCR Clonación TA Clonación de extremos romos Clonación direccional a través de primers modificados. Clonación de fragmentos largos de DNA Mutagénesis por PCR Mutagénesis con PCR-extensión solapada Mutagénesis sitio dirigida Aplicaciones especiales de la PCR Bibliografía

29 29 29 30 30 30 30 31 32 32 32 32 33 33 34 34 35 36 36 37 37 37 38 39 40

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INTRODUCCIÓN La biotecnología, en un sentido amplio se puede definir como la aplicación de organismos, componentes o sistemas biológicos para la obtención de bienes y servicios. La Ingeniería Genética (I.G.), conocida como tecnología del ADN recombinante in vitro, se caracteriza por su capacidad de cortar y empalmar genes o fragmentos de ADN de organismos distintos, creando nuevas combinaciones no existentes en la Naturaleza, combinaciones que ponemos a trabajar en el interior de una variedad de organismos hospederos, para nuestro provecho. No cabe ninguna duda de que la técnica más revolucionaria de los últimos 15 años ha sido la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), que ha dado nuevas alas a la propia Ingeniería genética y a toda la biología molecular. Fue inventada por Kary Mullis a mediados de los años 80. Muchas de las técnicas clásicas de la Ingeniería genética estaban encaminadas a resolver el complejo problema de cómo clonar o localizar un gen o un segmento de ADN. Sin embargo, esas técnicas son a menudo largas y tediosas, y no es raro que no den resultados. La PCR ha venido a cambiar el panorama, ya que permite en principio producir in vitro grandes cantidades de una secuencia de ADN concreta sin recurrir a la clonación en un organismo huésped. Esencialmente la técnica permite la amplificación selectiva de cualquier segmento de ADN, conociendo las secuencias que lo flanquean. Como alguien ha dicho, "es una técnica que consigue encontrar la aguja en el pajar, al tiempo que produce un pajar de agujas por amplificación selectiva". Las aplicaciones de la PCR y de sus numerosas variantes son prácticamente ilimitadas: • • • • • • • •

simplifica muchos experimentos de I.G. permite muchos estudios de expresión genética secuenciación directa de secuencias amplificadas detección de mutaciones seguimiento de la efectividad de tratamiento de enfermedades diagnósticos de enfermedades genéticas e infecciosas en ciencia forense: identificación de restos biológicos, determinación de paternidad, pruebas periciales en criminalística en arqueología y paleontología

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HISTORIA Y DESARROLLO

Kary Mullis Hasta mediados de la década del ochenta, la única estrategia posible para aislar un gen y obtener grandes cantidades del mismo en estado puro era el "clonado molecular". Este método se basa en la introducción de fragmentos de ADN, uno de los cuales contendrá el gen de interés, en vectores. Éstos son moléculas de ADN (plásmidos o ADN de bacteriófagos) capaces tanto de transportar fragmentos ajenos a su estructura original como de multiplicarlos dentro de bacterias. Si se conoce un pequeño tramo de la secuencia de aminoácidos de una proteína cuyo gen se desea "clonar" (multiplicar), se pueden diseñar métodos para identificar qué bacterias llevan el vector que transporta dicho gen. Este reconocimiento también se puede realizar si se dispone de un anticuerpo contra la proteína resultante del gen que se desea clonar. En este caso se reconoce la bacteria portadora porque fabrica la proteína codificada por el fragmento de interés, la cual se une específicamente al anticuerpo. Una vez aislado el gen no sólo resulta posible determinar con exactitud su secuencia de bases o analizar en detalle la información de la que es portador, sino que también se puede estudiar su expresión (la manera en que dirige la síntesis de la proteína correspondiente) en distintos organismos y tipos celulares, introducido en células en cultivo o en animales de experimentación, etcétera. Estas técnicas, ya clásicas, han permitido el aislamiento y caracterización de decenas de miles de genes de microorganismos, animales y plantas, lo que provocó un cambio cualitativo en la comprensión del funcionamiento de la célula. En 1985, K. Mullis, un investigador de la Corporación Cetus, inventó un método para lograr la multiplicación in vitro de fragmentos definidos de ADN sin necesidad de recurrir a los vectores y su replicación en bacterias. Este método revolucionaría en corto tiempo el conjunto de técnicas de la biología molecular. Su uso se extendió rápidamente a miles de laboratorios, no sólo de investigación básica, sino también de diagnóstico clínico. Se trata de la reacción en cadena de la polimerasa, ya muy conocida como PCR, siglas provenientes del inglés Polymerase Chain Reaction.

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Esta técnica permite multiplicar ("amplificar" es, en realidad, el término que se ha impuesto) pequeñas cantidades de ADN entre cientos de miles y millones de veces. El tramo destinado a reproducirse puede tener desde cincuenta hasta más de dos mil nucleótidos de longitud. El segmento de ADN que sirve de molde no requiere estar necesariamente en estado puro, sino que puede ser parte de mezclas complejas. Cuando el proceso era manual la técnica de PCR era lenta y requería de trabajo intensivo. Por lo tanto, los científicos de Cetus comenzaron a buscar las maneras de automatizar el proceso. Para replicar el ADN, la técnica PCR hizo uso, en un principio, de la ADN polimerasa de la bacteria Escherichia coli. Pero esta enzima resulta desactivada debido a la alta temperatura requerida para desnaturalizar la doble cadena del ADN, por lo cual debía agregarse enzima fresca al comenzar el tercer paso de cada ciclo. La primera máquina termocicladora, "Mr. Cycle" fue creada por los ingenieros de Cetus para tratar esa necesidad de agregar la enzima fresca a cada tubo de prueba después del calentamiento y del proceso de enfriamiento. Sin embargo, este inconveniente fue solucionado de manera ingeniosa cuando se la reemplazó por su equivalente de la bacteria "termófila" Thermus aquaticus. En efecto, la ADN polimerasa de este microrganismo, denominada Taq polimerasa, actúa eficientemente entre los 75°C y los 80°C y resiste más de dos horas a 93°C. La purificación de la polimerasa de Taq dio lugar a la necesidad de una máquina que realizara un ciclo más rápidamente entre diversas temperaturas. En 1985, Cetus se asoció con la corporación Perkin-Elmer e introdujo la DNA Termal Cycler. De esta manera es posible mezclar todos los componentes de la PCR al comenzar el primer ciclo y la reacción en cadena puede llevarse a cabo mediante equipos automatizados que realizarán los ciclos térmicos programados. En 1989, Cetus anunció un acuerdo de colaborar con Hoffman-LaRoche en el desarrollo y la comercialización de productos de diagnóstico humanos in vitro y de servicios basados en tecnología de PCR. En 1990, los científicos alcanzan la primera amplificación y detección simultánea de las secuencias específicas de DNA usando un colorante fluorescente, poniendo el fundamento para la PCR en tiempo real o PCR "cinético" (pruebas TaqMan). En 1991 Hoffmann-La Roche Inc. adquiere los derechos y las patentes mundiales de la PCR. El Dr. Kary Mullis comparte el premio Nobel de Química en 1993 por inventar la tecnología de PCR.

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METODOLOGÍA BÁSICA

Componentes de la reacción Los nucleótidos Los nucleótidos se diluyen en agua, la solución debe ser protegida (por ejemplo con el 10mM Tris pH 7,7-8,0 , concentración final) . Si no, un pH ácido promoverá la hidrólisis del dNTP en dNDP y dNMP y los hará inútiles para las reacciones de polimerización de la DNA enzimática. Los stocks son diluidos a 10 mM, alicuotados y almacenados a -20 ºC. Es recomendado usar un stock de trabajo que contenga 1mM de cada dNTP. La estabilidad de los dNTP durante ciclos repetidos de PCR es tal que aproximadamente el 50% permanece como dNTP después de 50 ciclos.

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Concentraciones entre 20 y 200 µM resultan en un balance óptimo entre rendimiento, especificidad y fidelidad. Los cuatro dNTP deben ser usados en concentraciones equivalentes para minimizar errores de incorporación de bases. Se debe decidir la mas baja concentración adecuad de dNTP para la longitud y composición de la secuencia blanco. Por ejemplo, 20 µM de cada dNTP en una reacción de 100 µl es suficiente para sintetizar 2.6 µg de DNA o 100 pM de una secuencia de 400 bp. Primers Los oligonucleótidos iniciadores o primers son fragmentos complementarios que se van a unir a cada una de las dos cadenas separadas del templado de ADN. La selección de oligonucleótidos iniciadores es muy importante en la reacción en cadena de la polimerasa. De este paso depende el éxito en el laboratorio. En la tabla 1 se muestran los criterios principales a considerar para la selección adecuada de los primers. Tabla 1. Criterios Principales

Tamaño

Tamaño ideal: 20-25 nucleótidos de longitud generalmente: 18-30 nucleótidos de longitud

Base en el extremo 3'

Debe ser una G o una C

Temperaturas de fusión 50-65 ºC (Tm) contenido GC

40-60%

auto-complementariedad

Debe ser evitada Para minimizar la formación de estructuras secundarias y los dimeros de primer

Similaridad

Debe tener un 100% de apareamiento con el molde

Cuando el objetivo a amplificar es un locus, la posición de los iniciadores debe ser relativa a los codones de inicio y terminación. Es recomendable que el cebador "forward" se encuentre mas o menos a 35 pb del inicio de la secuencia que codifica, de la misma forma el cebador "reverse" debe localizarse 35 pb despues de la región que codifica. Las concentraciones óptimas de los primers son generalmente entre 0.1 y 0.5 µM. Altas concentraciones de primer pueden promover “mispriming” y acumulación de producto no específico y puede incrementar la probabilidad de generar un templado independiente llamado dímero de primer. Los productos no específicos y los dímeros de primers son por si mismos sustratos para PCR y compiten con el producto deseado por la enzima, dNTPs y primers, resultando en un bajo rendimiento del producto deseado. Los primers pueden contener extensiones en el extremo 5’ o “mismatches” para incorporar sitios de enzimas de restricción, un codón de inicio ATG, o secuencias promotoras en la secuencia blanco. Pueden ser usados primers degenerados para extraer genes nuevos en base a su similitud o su secuencia de aminoácidos. 5

Una razón menos obvia por la que los primers fallan es la presencia de estructuras secundarias en el templado de DNA. En este caso la substitución de dGTP por 7-deazo-2’deoxiGTP ha sido muy usada Especificidad La especificidad de los primers es en parte dependiente de su longitud. Los primers deben ser elegidos de modo que tengan una secuencia única dentro del DNA que será amplificado. Un primer diseñado con una secuencia altamente repetida dará lugar a productos no deseados. Sin embargo, el mismo primer puede dar una sola banda si se amplifica una sola clona de una biblioteca genómica. Secuencias Complementarias del primer Los primers necesitan ser diseñados con menos de 3 pares de bases de homología entre ellos. Si un primer tiene tal región de homología se formarán estructuras parciales de doble cadena que interferirán con el alineamiento. Si la homología ocurre en el extremo 3' de cualquier primer, ocurrirá la formación de dímeros de primer que, a menudo, prevendrá la formación del producto deseado por competición. Contenido de G/C La composición base de los primers debe estar entre el 45% y el 55% de G/C. La secuencia de los primers debe ser elegida de tal forma que no haya regiones de poliG o de poliC que pueden promover el reconocimiento no específico. Las regiones poliA y poliT deben también ser evitados ya que interfieren con el complejo del primer-templado. Esto puede bajar la eficacia de la amplificación. El primer tendrá un contenido de G/C del 50% y ~20 bases de largo. Esto pondrá la Tm en la gama de 56°C - 62°C. Secuencia de los extremos 3' Es establecido que la posición terminal 3' en primers de PCR es esencial para el control del “mispriming”. La inclusión de un residuo de G o de C en el extremo 3' de los primers ayuda a asegurar el correcto enlace en el extremo terminal 3' debido al enlace de hidrógeno más fuerte de los residuos G/C. También ayuda a mejorar la eficacia de la reacción reduciendo al mínimo la respiración que pudo ocurrir. Temperatura de Asociación La temperatura de asociación de los primers es uno de los factores más determinantes de la reacción. Se recomienda que se emplee como temperatura de asociación la temperatura de fusión -5ºC, aproximadamente. Existen muchos métodos para calcular la temperatura de fusión, pero siempre, después de efectuado el cálculo es necesario ir al laboratorio y ensayar con diferentes temperaturas de asociación cercanas a la temperatura de fusión para determinar la temperatura óptima para cada reacción.

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Cálculo de la temperatura de fusión (Tm) Existen muchos métodos para estimar el valor de la temperatura de fusión. Para secuencias de 20 bp o menos, existe la siguiente aproximación: Tm = 2ºC (A + T) + 4ºC (G + C) donde se asume una concentración de sal de 0.9M, típica de "dot blot" y otros ensayos de hibridización A continuación tenemos otra expresión para el cálculo de Tm Tm = 81.5 + 0.41(%GC) - 500/L + 16.6 log[M], donde L se refiere a la longitud del oligonucleótido, y [M] es la concentración de cationes monovalentes. Esta fórmulas es únicamente aplicable a secuencias polinucleotídicas largas. El método mas preciso para estimar la Tm de oligornucleótidos está basado en el análisis termodinámico del proceso de fusión del cual se puede mostrar que,

Los cambios en la entalpía ( ) y la entropía ( ) de la formación del dúplex se calculan a partir de parámetros termodinámicos de vecindades. R es la constante molar de los gases (1.987 cal.K-1mol-1), y C es la concentración molar del oligonucleótido. Se puede adicionar un segundo término a la ecuación anterior para tener en cuenta el efecto estabilizante de la sal sobre el dúplex:

Los efectos de Na+ y K+ son equivalentes dentro de los márgenes del error experimental. Programas de Diseño de Primers Existen programas disponibles en la red que ayudan al diseño de primers. Por ejemplo: http://frodo.wi.mit.edu/cgi-bin/primer3/primer3_www.cgi http://alces.med.umn.edu/rawprimer.html

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Templado Una de las características más atractivas de la PCR es que la cantidad y calidad de la muestra de DNA sujeta a amplificación no necesita ser alta. Una sola célula o un lisado celular crudo o especimenes con una longitud promedio de unos pocos cientos de pares de bases son usualmente adecuadas para una amplificación exitosa. El criterio esencial es que la muestra contenga al menos una cadena de DNA intacta que abarque la región que va a ser amplificada y que las impurezas sean suficientemente diluidas como para no inhibir la polimerización. La polimerasa

Un rango de concentración recomendado para Taq polimerasa (Perkin-Elmer CETUR) es entre 1 y 2.5 unidades (SA = 20 unidades/pmol) por 100 µl de reacción cuando los otros parámetros son óptimos. Sin embargo, los requerimientos de enzima pueden variar con respecto a la secuencia blanco o los primers. Cuando se optimiza un PCR, se recomienda probar rangos de concentración de enzima de 0.5 a 5 unidades/100 µl. Si la concentración de la enzima es muy alta se acumulan productos no específicos, y si es muy baja se formara una cantidad insuficiente del producto deseado. Tabla 2. Características de algunas polimerasas termoestables de DNA Enzima Taq Pol Tli Pol (Vent) Pfu Pol Ruth

Eficiencia Relativaa 88 70 60 n.d.

Tasa de errorb 2x10-4 4x10-5 7x10-7 n.d.

Procesividad

c

55 7 n.d. 30

Tasa de Extensiónd 75 67 n.d. 60

3’ a 5’ exo no si si no

5’ a 3’ exo si no no si

a

Porcentaje de conversión de templado a producto por ciclo. Frecuencia de error por pares de bases incorporadas. c Número promedio de nucleótidos adicionados antes de la disociación. d Número promedio de nucléotidos adicionados por segundo. n.d. = no determinado b

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Concentración de Magnesio Es benéfico optimizar la concentración del ión magnesio, ya que afecta: el alineamiento de los primers, la temperatura de disociación de las cadenas, tanto del templado como del producto de PCR, la especificidad del producto, la formación de dímeros de primer y la actividad y fidelidad de la enzima. La Taq polimerasa requiere magnesio libre en la unión con el templado, los primers y los dNTPs. Los PCR deben contener 0.5 a 2.5 mM de magnesio sobre el total de la concentración de dNTP. La presencia de EDTA u otros quelantes en el stock del primer o del templado puede alterar la concentración óptima aparente de magnesio. Otros componentes de la reacción Un buffer recomendado para PCR es de 10-50 mM de Tris-HCl (pH entre 8.3 -8.8). Tris es un buffer iónico bipolar que tiene un pKa de 8.3 a 20ºC y un _ pKa de -0.021/ºC sin embargo el verdadero pH de una buffer 20mM de Tris (pH 8.3 a 20ºC) varia entre 7.8 y 6.8 durante las condiciones típicas del termociclador. Hasta 50 mM de KCl puede ser incluido en la mezcla de reacción para facilitar el alineamiento de los primers. NaCl a 50 mM o KCl arriba de 50 mM inhibe la actividad de la Taq polimerasa. La gelatina o la albúmina bovina (100 µg/ml) y detergentes no iónicos como el tween 20 o laureth 12 (0.05 a 0.1% ) son incluidos para ayudar a estabilizar la enzima, sin embargo muchos protocolos trabajan bien sin estos componentes. Parámetros de la reacción

Con la PCR se realiza in vitro el proceso de replicación del ADN. Está basado en la acción de la polimerasa, que como se sabe es la enzima que dirige la síntesis de ADN, y desde una cadena simple de ADN sintetiza la complementaria. Para ello necesita al menos una pequeña fracción de cadena doble de ADN para iniciar la síntesis. Esto hace posible, si de forma voluntaria le proponemos una pequeña fracción de oligonucleótidos que sean complementarios de una porción, se unirá después de la desnaturalización de la doble cadena y mediante el crecimiento hacia el extremo 3´ del DNA por aposición de los nucleótidos correspondientes suministrados y, a través de la acción de la polimerasa, se hace la amplificación del fragmento deseado. La PCR es un proceso que consta de tres pasos.

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Desnaturalización.

La primera reacción consiste en la desnaturalización del DNA, separándose las dos cadenas por ruptura de los enlaces de hidrógeno. Las condiciones típicas de desnaturalización son 95ºC por 30 segundos, o 97ºC por 15 segundos; sin embargo temperaturas más altas pueden ser apropiadas especialmente para templados ricos en G + C. La desnaturalización incompleta permite el apareamiento de las hebras de DNA y por lo tanto se reduce el rendimiento el producto. En contraste, los pasos de desnaturalización a altas temperaturas o por mucho tiempo provocan perdida de la actividad de la enzima. Alineamiento.

La segunda reacción consiste en la hibridación de los primers. Para ello se baja la temperatura y las condiciones serán tales que se facilitará la unión de los primers a las cadenas. La temperatura y el tiempo requerido para el alineamiento de los primers depende de la composición, tamaño y concentración de los primers amplificadores. Una temperatura de alineamiento óptima es 5ºC por debajo de la Tm de los primers. Debido a que las DNA polimerasas son activas en un amplio rango de temperaturas, la extensión de los primers puede ocurrir a bajas temperaturas incluyendo el paso de alineamiento. El rango de actividad de las enzimas varia en dos ordenes de magnitud entre 20 y 85ºC. Las temperaturas de alineamiento en el rango de 55 a 72ºC genera buenos resultados.

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Extensión.

La tercera reacción se efectúa a 72º C, temperatura a la cual, la polimerasa lleva a cabo su acción, insertando los diferentes nucleótidos complementarios en el orden que le va indicando la cadena que actúa como molde. El tiempo de extensión depende de la longitud y concentración de la secuencia blanco y de la temperatura. La extensión del primer se realiza tradicionalmente a 72ºC. Las estimaciones para la tasa de incorporación de nucleótidos a 2ºC varia de 35 a 100 nucleótidos por segundo dependiendo del buffer, pH, concentración de sales y la naturaleza del templado. Un tiempo de extensión de un minuto es considerado suficiente para productos de hasta 2 kb de longitud. Sin embargo, tiempos mayores de extensión pueden ser útiles cuando la concentración del sustrato es muy pequeña o cuando la concentración del producto excede la concentración de la enzima. Número de ciclos. Los tres pasos anteriores constituyen un ciclo. La repetición de este ciclo unas 40 veces, por ejemplo, permite obtener, como resultado de un experimento de amplificación, millones de copias del fragmento de interés. El número óptimo de ciclos dependerá principalmente de la concentración inicial del templado cuando los otros parámetros son optimizados. Un error común es el de ejecutar demasiados ciclos, ya que esto puede incrementar la cantidad y complejidad de productos no específicos. Pocos ciclos dan como resultado un bajo rendimiento del producto. La cantidad de DNA dobla teóricamente con cada ciclo de PCR, según lo demostrado en la Tabla 3. Después de cada ciclo, la cantidad de DNA es dos veces la anterior, así que después de dos ciclos tenemos 2 x 2 veces, después de 3 ciclos - 2 x 2 x 2 veces u 8 (23) veces la cantidad inicial, después de 4 ciclos 2 x 2 x 2 x 2 veces o 16 (24). Así, después de N ciclos tendremos 2N.

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Tabla 3. Relación entre cantidad de DNA y el número de ciclos.

Termocicladores

El termociclador es el aparato que permite llevar a cabo de forma automática y reproducible la sucesión de ciclos de temperatura necesarios para la PCR. Los primeros termocicladores eran robots que movían una gradilla de tubos entre varios baños termostáticos a tiempos preestablecidos. Los actuales constan, básicamente, de un bloque de metal que puede ser calentado o enfriado, con posibilidad de programar las temperaturas y los tiempos. Existen multitud de termocicladores en el mercado, aunque las características principales son las siguientes: •

Constan de un bloque térmico, cuyo calentamiento y enfriamiento se produce a gran velocidad, gracias al denominado sistema Peltier. Las rampas de subida y bajada de temperatura son importantes para trasladar los protocolos entre termocicladores, y

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uno de los factores de falta de reproducibilidad, lo que hace que deban ajustarse de nuevo las condiciones de tiempos y temperaturas. Actualmente, están diseñados mayoritariamente para tubos de 0,2 ml aunque aún existen también para 0,5 ml. Es importante el perfecto ajuste del tubo en el bloque. Por ello, se recomienda utilizar los de la misma marca que el fabricante. El rango de temperaturas suele abarcar de 4ºC a 110ºC, aunque el rango habitual debe ser de 15ºC a 95ºC. No debe sobrecargarse al aparato con temperaturas extremas para prolongar su supervivencia. Los 4ºC se utilizan para refrigerar muestras tras una PCR, pero 15ºC también es una temperatura apta para ello. Respecto a llegar a 100ºC o más, tampoco es aconsejable, al menos, de forma habitual. Es preferible emplear termobloques para llevar a cabo esta labor. Existen bloques que permiten ajustar distintas temperaturas en función de las zonas del mismo. Se dice que tienen función gradiente. Son muy útiles cuando se realiza ajuste continuo de programas de PCR, especialmente de temperaturas de hibridación, o cuando se necesitan realizar diversos protocolos de forma simultánea. •

Tapa térmica: los más antiguos no la poseen, pero es un elemento indispensable para evitar la evaporación de la muestra, al contactar totalmente con la tapa del tubo.

•

Software para programación de tiempos y temperaturas: se denomina programa a cada conjunto de datos térmicos y temporales de un protocolo de PCR. Cada termociclador tiene su propio software. Puede ajustarse también la velocidad de subida y bajada de temperaturas, es decir, las rampas. Identificación de los productos de PCR

El hecho de que las moléculas de ADN obtenidas al finalizar la reacción en cadena correspondan efectivamente al fragmento de interés queda asegurado por la intervención de los primers que definen los extremos "derecho" e "izquierdo" de ese fragmento. Así, una vez que la reacción ha finalizado, el tamaño del fragmento multiplicado puede determinarse sometiendo los productos de la reacción a una electroforesis en gel de agarosa o poliacrilamida, es decir, a un proceso de separación por difusión bajo la acción de un campo eléctrico. Por otra parte, la identidad del producto puede ser confirmada mediante hibridación (unión complementaria) con una sonda marcada radiactivamente, cuya secuencia de bases esté contenida en el fragmento de interés. En este caso se procede así: el ADN fraccionado por electroforesis es desnaturalizado y luego transferido a una membrana de nitrocelulosa o nylon, que actúa como soporte sólido (Southern blot), y luego es puesto en contacto con la sonda, que se unirá al fragmento buscado ya que ha sido preparada de modo tal que resulta ser complementaria del mismo. También es posible colocar el ADN directamente en la membrana en forma de pequeñas manchas (dot blot) para su posterior hibridación con la

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sonda. La localización de las sondas radiactivas se logra, en ambos casos, mediante autorradiografías

Figura 1. Tres formas de analizar los fragmentos de ADN amplificados mediante la técnica PCR. A: visualización directa. Las muestras colocadas sobre un gel y sometidas a la acción de un campo eléctrico (electroforesis) migran de una manera característica que se puede visualizar por tinción (coloreado) del ADN. (Carriles 1-8: productos de distintas PCRs; carril M: marcadores de ADN de tamaño conocido.) B: Southern blot. El ADN es desnaturalizado (separación de sus hebras constituyentes) y transferido a una membrana de nitrocelulosa o nylon para luego incubar la hibridación (unión) con una sonda radiactiva. Ésta quedará fijada donde se encuentre el tramo de ADN de interés y su presencia se revelará a través de una autorradiografía (placa fotográfica sensible a la emisión radiactiva de la sonda). C: dot blot. Método análogo al anterior, pero practicado sobre una siembra en forma de manchas de los fragmentos de ADN a analizar previamente desnaturalizados.

Una estrategia distinta para confirmar la identidad del fragmento replicado consiste en realizar dos reacciones de PCR consecutivas. Al finalizar la primera, una alícuota de la misma es sometida nuevamente al proceso de multiplicación tras haber colocado dos primers internos. Mediante el empleo de esta metodología, conocida como nested PCR (PCR anidada), la filiación de los fragmentos obtenidos queda confirmada por el hecho de que poseen tamaños previsibles. En algunos casos, los productos amplificados poseen secuencias que son reconocidas por ciertas enzimas llamadas en endonucleasas de restricción. La determinación del tamaño al que quedan reducidos los fragmentos al ser puestos en contacto con la enzima de restricción adecuada indica que nos encontramos ante los segmentos de interés.

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RT PCR Dado que el RNA usualmente es de una sola hebra y es sensible al calor, es necesario hacer una transcripción reversa (RT) antes de iniciar la amplificación por PCR. La transcripción reversa genera una copia de la hebra de RNA, pero esta copia es DNA complementario (cDNA) el cual es estable al calor y puede resistir la metodología PCR. Los pasos de la RT-PCR son: 1. Transcripción reversa: Unión del primer a la secuencia de RNA objetivo. 2. Transcripción reversa: La polimerasa rTth cataliza la extensión del primer mediante la incorporación de nucleótidos complementarios. 3. Fin de transcripción reversa, se obtiene la hebra del cDNA complementario al RNA. 4. PCR. El mRNA es copiado a cDNA por la transcriptasa reversa usando un primer dT (los primers al azar se pueden también utilizar)(Figura 2). En PCR en tiempo real, se utiliza generalmente una transcriptasa reversa que tenga una actividad endo H. Esto elimina el mRNA permitiendo que la segunda hebra de DNA sea formada. Se adiciona una mezcla de PCR que incluya una polimerasa termoestable (tal como la Taq polimerasa), los primers específicos para el gen de interés, los deoxinucleótidos y un buffer conveniente.

Figura 2. Conversión de mRNA a cDNA por la transcriptasa reversa

El cDNA se desnaturaliza a mas de 90º (~94º), las dos hebras se separan. A 50 o 60º los primers específicos se alinean con el sitio complementario en cada cadena. Los sitios de unión a los primers deben estar separados 400 bases, pero generalmente se encuentran a 100 bases de distancia especialmente cuando se usa el PCR en tiempo real A 72ª la polimerasa extiende el DNA desde los primers. Se obtienen 4 cadenas de cDNA.

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Después de 30 o 40 ciclos de síntesis de cDNA, los productos de reacción son analizdos usualmente por electroforesis en gel de agarosa. El gel se tiñe con bromuro de etidio. Los geles de agarosa para analizar los productos de cDNA de la RT-PCR no nos permite la cuantificación ya que el bromuro de etidio es muy insensible y cuando una banda es perceptible sobrepasa la etapa logarítmica de amplificación. El bromuro de etidio es un colorante que se une a la doble cadena de DNA intercalandose entre los pares de bases. Emite luz fluorescente cuando se irradia en la parte UV del espectro. Sin embargo, la fluorescencia no es muy brillante. Otros colorantes, como el SYBR green, que son mucho más fluorescentes que el bromuro de etidio, se utilizan en el PCR en tiempo real (Figura 3).

Figura 3. El SYBR green fluoresce brillantemente solo cuando se une a DNA de doble cadena.

PCR EN TIEMPO REAL La RT-PCR es solamente semicuantitativa en el mejor de los casos, en parte por la insensibilidad del bromuro de etidio (sin embargo, hay maneras más sensibles de detectar el producto). Los protocolos de PCR competitivos se han desarrollado para hacer el método más cuantitativo pero son a menudo complicados. Así la PCR en tiempo real fue desarrollado debido a: • •

La necesidad de cuantificar diferencias en la expresión del mRNA La disponibilidad de cantidades pequeñas de mRNA en algunos procedimientos,

Hay una variedad de métodos para la cuantificación del mRNA. Éstos incluyen: − − − −

northern blotting análisis de protección de ribonucleasa (RPA) hibridación in situ PCR

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La PCR es el método más sensible y puede discriminar entre mRNAs cercanamente relacionados. Es una técnico simple pero es difícil conseguir resultados verdaderamente cuantitativos usando PCR convencional. El northern blotting y RPAs son patrones excelentes, puesto que no hay amplificación implicada, mientras que la hibridación in situ es cualitativo más que cuantitativo. Las técnicas tales como el northern blotting y los RPAs trabajan muy bien, pero requieren más RNA del que a veces se dispone. Los métodos de PCR son por lo tanto particularmente valiosos cuando las cantidades de RNA son bajas, puesto que el hecho de que la PCR implica un paso amplificación significa que es más sensible. Sin embargo, la PCR tradicional es solamente semicuantitativa en parte debido a las dificultades de observar la reacción durante la parte verdaderamente linear del proceso de la amplificación. En contraste con la RT-PCR y el análisis de los geles de agarosa, la PCR en tiempo real da resultados cuantitativos. Una ventaja adicional de la PCR en tiempo real es la relativa facilidad y conveniencia de su uso comparadas a algunos métodos más viejos. Los productos de amplificación se observan a medida que transcurren los ciclos de la PCR. Está basado en: • •

la detección y cuantificación de un reportero fluorescente, cuya señal aumenta en proporción directa a la cantidad de producto de PCR en la reacción. el empleo de un termociclador que tiene acoplado un sistema de detección que es capaz de adquirir y cuantificar la señal emitida por el reportero al final de cada ciclo para cada muestra. Técnicas de detección

La química de la detección está dada por: • • • •

Agentes intercalantes fluorescentes (SYBR Green) Sondas hidrolizadas Hairpin probes (Molecular Beacons, Scorpions) Sondas de hibridización.

SYBR greenTM Es un agente intercalante que se une al ADN de doble cadena dando un incremento de la fluorescencia a medida que aumenta la cantidad de producto de PCR. Es simple y económico, fácil de usar, sensible, versátil y no se necesitan sondas específicas. Sin embargo durante la reacción de PCR puede unirse a dímeros de primers

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y a otros productos inespecíficos, resultando en una sobreestimación de la concentración del DNA blanco. Hydrolysis probes (TaqManTM) Se emplea una sonda que tiene unidos un fotocromo reportero y un fotocromo quencher. Cuando ambos fotocromos están unidos a la sonda, el reportero no emite señal. Pero, cuando la sonda hibrida con la secuencia de interés durante la reacción de PCR, la actividad exonucleasa de la Taq polimerasa corta al fotocromo reportero del resto de la sonda, permitiendo la emisión una señal fluorescente (Figura 4). Se monitorea la señal fluorescente del reportero que se va acumulando en los sucesivos ciclos de PCR.

Figura 4. Hydrolysis probes

Hairpin probes (Molecular BeaconsTM) Estas sondas poseen secuencias repetidas invertidas (ITR) en sus extremos 5´y 3´. Este diseño permite que se forme una estructura de horquilla (hairpin) por complementariedad de las dos regiones ITR, en ausencia de la secuencia blanco. La secuencia interna de la sonda es complementaria al blanco, dirigiendo así la hibridación específica, resultando en una eficiente separación del quencher y del reportero y la consecuente emisión de este último (Figura 5).

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Figura 5. Funcionamiento de las Hairpin probes (Molecular BeaconsTM)

Entre sus ventajas están el que son más específicas que las sondas TaqMan (deben tener un cambio conformacional para hibridar con el blanco), permiten distinguir dos secuencias blanco muy similares entre sí y que se pueden combinar varias Molecular Beacons en una única reacción empleando diferentes compuestos fluorescentes para identificar secuencias blanco específicas distintas (Múltiplex PCR). Se requiere de un riguroso diseño de las regiones tallo y asa de la horquilla. Hybridization probes El diseño implica el uso de dos secuencias de oligonucleótidos específicos como sondas, cada una marcada con un fluoróforo diferente, comúnmente, el extremo 3´de la sonda donadora con fluoresceína y el extremo 5´de la sonda aceptor con LC Red 640 o LC Red 705 (Figura 6). Las dos sondas están diseñadas para hibridar en sus blancos específicos en un arreglo cabeza-cola que permite que ambos fluoróforos estén en estrecha proximidad entre sí. Así, la transferencia de energía de resonancia sólo ocurre cuando ambas sondas se hibridan al blanco muy próximas entre sí, siendo la distancia óptima de 1 a 5 bases entre las sondas.

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Figura 6. Hybridization probes

En comparación con las otras dos técnicas, estas sondas están marcadas con un único fluorocromo. Esto hace que sean más fáciles de sintetizar y caracterizar, y que el control de calidad sea más sencillo que para las sondas doblemente marcadas. Scorpions Los scorpions son primers de PCR con una cola tallo y asa ("Stem-Loop") que contiene un fluoróforo y un quencher. La estructura de tallo y asa es separada de la secuencia de del primer de PCR por una modificación química que evita que se copie la secuencia de tallo y asa del scorpion (Figura 7). Durante la PCR, los primers de scorpions se amplifican para formar productos de PCR. En la etapa apropiada del ciclo de PCR (la fase de alineamiento), la secuencia de la sonda en la cola del Scorpion se enrosca para hibridarse a la secuencia blanco en el producto de PCR. Como la cola del scorpion y del producto de PCR es ahora parte de la misma hebra de DNA, la interacción es intermolecular. La secuencia blanco se elige típicamente para estar 3 bases dentro del extremo 3' del primer scorpion.

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Figura 7. Scorpions

Cuantificación La capacidad de monitorear el progreso en tiempo real de la PCR revolucionó totalmente la manera de cuantificación basada en la PCR de DNA y de RNA. Las reacciones son caracterizadas en el momento en el que la amplificación de un producto de PCR se detecta después de un número fijo de ciclos. Cuanto más alto es el número de copias del blanco, más pronto se observa el aumento significativo en la fluorescencia. En la figura 8 se muestra un diagrama representativo de la amplificación. Un diagrama de amplificación es una gráfica de la señal de la fluorescencia contra el número de ciclos. En los ciclos iniciales de PCR, hay un pequeño cambio en señal de fluorescencia. Esto define la línea de fondo para el diagrama de la amplificación. Un aumento en fluorescencia sobre la línea de fondo indica la detección del producto acumulado de PCR.

Figura 8. Diagrama de Amplificación

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Se adquieren los datos cuando la amplificación está todavía en la fase exponencial. Esto está determinado por la identificación del número de ciclo al cual la intensidad de emisión del fluoróforo aumenta con respecto al ruido de fondo (background). Este número de ciclo se llama ciclo umbral (Ct: threshold cycle). El Ct está determinado en la fase exponencial de la reacción y es más confiable que las mediciones en el punto final convencionales (Figura 9). El Ct es inversamente proporcional al número de copias del DNA blanco: a mayor concentración de blanco, menor Ct medido.

Figura 9. Ciclo Umbral (Ct)

La gráfica del logaritmo del número inicial de copias del blanco para un sistema de estándares contra Ct es una línea recta (Figura 10). La cuantificación de la cantidad de blanco en muestras desconocidas es lograda midiendo Ct y usando la curva estándar para determinar el inicio del número de copias. El proceso entero de calcular los Cts, de preparar una curva estándar, y de la determinación del número de copias iniciales para las muestras es realizado por el software del sistema 5700 y 7700.

Figura 10. Curva Estándar

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La figura 11a muestra la amplificación, usando el sistema 5700, del gen humano de la β-actinia en diluciones de DNA genómico. En esta figura, el cambio en la fluorescencia del SYBR Green se grafica contra el número de ciclos. Se corrieron seis réplicas para cada cantidad de DNA. La figura 11b muestra los mismos datos, pero graficando el logaritmo del cambio en la fluorescencia contra el número de ciclos. El software del sistema 5700 calcula el Ct para cada reacción. Los valores de Ct se trazan contra el logaritmo de la cantidad inicial de DNA genómico para dar la curva estándar mostrada en la figura 11c

Figura 11. Amplificación de la β-actinia.

Estos tres diagramas ilustran los principios básicos de la cuantificación en tiempo real de PCR. Cuanto más alta es la cantidad inicial de DNA genómico, mas pronto se detecta el producto acumulado en el proceso de PCR, y más bajo es el valor de Ct. Los valores de Ct son reproducibles en las réplicas porque el umbral se escoge en la fase exponencial de la PCR. Esto se demuestra en la figura 11b donde el umbral intersecta la gráfica de amplificación en la región donde hay una relación lineal entre el logaritmo del cambio en fluorescencia y el número del ciclo. En la fase exponencial, los componentes de la reacción no están limitados y las reacciones de replicación exhiben resultados reproducibles y uniformes.

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Genes estándares Un control interno consiste en utilizar un gen cuya expresión no cambie. Un gen que puede ser usado como “loading control” (o estándar interno) debe tener varias características: • • •

El gen estándar debe tener el mismo número de copias en todas las células. Debe expresarse en todas las células Un número de copias intermedio es ventajoso

Sin embargo, el estándar perfecto no existe, por tanto lo que se decida usar como estándar o estándares debe ser validado para su muestra. Si es posible, se debe ser capaz de demostrar que la expresión del estándar no cambia significativamente cuando las células o tejidos son sujetos a las variables experimentales que se planean usar. Estándares usados comúnmente: • • • • •

•

mRNA de Gliceraldehido-3-fosfato dehidrogenasa mRNA de Beta actina mRNA de MHC I (complejo de mayor histocompatibilidad I) mRNA de Ciclofilina mRNAs para ciertas proteínas ribosomales. Por ejemplo RPLP0 (proteína ribosomal larga, P0). También es conocida como 36B4, P0, L10E, RPPO, PRLP0, 60S proteína ribosomal ácida P0, proteína ribosomal L10, Arbp o fosfoproteína ribosomal ácida P0. rRNAs 28S o 18S (RNAs ribosomales) El efecto de limitar los reactivos

Los ciclos iniciales de PCR se caracterizan por un aumento exponencial en la amplificación del blanco. Si los componentes de la reacción llegan a ser limitantes, el índice de la amplificación del blanco disminuye hasta que se alcanza una meseta y hay poco o nada de aumento neto en producto de PCR. La detección de la fluorescencia de los sistemas 5700 y 7700 permite que el Ct sea observado cuando la amplificación de PCR esta aún en la fase exponencial. Ésta es la razón principal por la que el Ct es una medida más confiable del número de copias que comienza, que una medida de la cantidad de producto acumulado en el punto final de la PCR. Durante la fase exponencial, ninguno de los componentes de la reacción está limitado, consecuentemente, los valores de Ct son muy reproducibles para las reacciones que comienzan con el mismo número de copias. Esto conduce a una mayor precisión en la cuantificación del DNA y del RNA.

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Por otra parte, la cantidad de producto de PCR observada en el final de la reacción es muy sensible a variaciones leves en los componentes de la reacción. Esto es porque las medidas en el punto final se hacen generalmente cuando la reacción esta más allá de la fase exponencial y una diferencia leve en un componente limitante puede tener un efecto drástico en la cantidad final de producto. Por ejemplo, las reacciones laterales, como la formación de dímeros de primer, pueden consumir los reactivos a diversos grados de tubo a tubo. Así, es posible que una muestra que comienza con un número más alto de copias termine con menos producto acumulado que una muestra que comienza con un número más bajo de copias. Las diferencias entre el punto final y la detección en tiempo real se ilustran gráficamente en la figura 12, que demuestra la amplificación de 96 muestras idénticas. El cambio total en la señal del reportero, en el ciclo 40, varía ampliamente entre las réplicas (Figura 12a). Sin embargo, los diagramas de la amplificación son notablemente similares entre los ciclos 22 y 25, durante los cuales se determinan los valores de Ct (Figura 12b).

Figura 12. Diferencias entre el punto final y la detección en tiempo real

PCR competitivos cuantitativos Para compensar los problemas con las medidas en el punto final, se han desarrollado una variedad de técnicas de PCR competitivo cuantitativo. Se construye un amplicon competidor que contiene los mismos sitios de unión que el primer y tiene la misma eficiencia de amplificación que el blanco, pero es de alguna manera distinguible del blanco. Una característica distinguible es hacer al blanco y los amplicones competidores de diferentes tamaños para poder utilizar la electroforesis en gel para discriminar los dos productos. Una cantidad conocida de competidor es colocada en la muestra, después el blanco y el competidor son amplificados en la misma reacción. Si la eficiencia de amplificación del blanco y del competidor es idéntica, el cociente del blanco y el competidor seguirá siendo constante a través del proceso de PCR. Así, determinando el cociente del blanco y 25

del competidor en el final de la reacción y conociendo la cantidad inicial de competidor agregada, la cantidad de blanco puede ser calculada. PCR competitivo se ha utilizado con éxito para cuantificar DNA y RNA, pero su rango dinámica se limita a un cociente del blanco/competidor cercano de 1:10 a 10:1. La mayor exactitud es obtenida encontrando el punto de equivalencia en el cual el cociente del blanco y el competidor es 1:1. Para lograr esto, se deben probar varias diluciones para alcanzar un cociente conveniente. Otra desventaja es la necesidad de construir y de caracterizar un diferente competidor para que cada blanco sea cuantificado. Además, se deben realizar estudios cuidadosos de la validación para verificar que las eficiencias de la amplificación del blanco y del competidor son iguales antes de que la cuantificación de muestras experimentales pueda comenzar. Incluso una diferencia leve en eficiencia compromete seriamente la exactitud de la cuantificación por PCR competitivo. En el final de la reacción, PCR competitivo requiere la cuantificación exacta de los amplicones del blanco y del competidor, que exige generalmente pasos de proceso laboriosos de post-PCR. Máquinas para PCR en tiempo real Hay muchas máquinas para PCR en tiempo real disponibles. El que se muestra en la figura 13 es el ICycler® de BioRad. La tapa se desliza para acomodar las muestras en una placa de formato 96-pozos (96-well). Esto significa que podemos mirar varias muestras simultáneamente. La máquina contiene una cámara fotográfica sensible que supervisa la fluorescencia en cada pozo de la placa en intervalos frecuentes durante la reacción de PCR.

Figura 13. ICycler® de BioRad

El sistema ABI PRISM 7700, de Applied Biosystems (antes, Perkin Elmer) se basa en el empleo de placas especiales, con tapas ópticas para su adaptación al lector de fluorescencia. Cada pocillo tiene una forma similar a la de los tubos de 0,2 µL. El funcionamiento es semejante al de un termociclador convencional, en cuanto a tiempos y temperaturas, aunque se ajusta y se controla desde un ordenador que posee el software específico. Se registran las emisiones de fluorescencia de forma continua, el software lo convierte posteriormente en una representación gráfica, y preestablece un valor de Ct que puede ser modificado con posterioridad, en función del análisis del usuario (Figura 14).

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Figura14 .El software 7700 muestra una representación de una placa con 96 pozos, donde se pueden identificar fácil y rápidamente los estándares y las muestras no conocidas. Después de una corrida de PCR el número inicial de copias se muestra para cada muestra en el pozo.

El sistema LightCycler de Roche (Figura 15), se basa en el empleo de capilares de vidrio para la contención de las muestras, y en un mecanismo de giro, similar a una centrífuga, denominado carrusel. El calentamiento y el enfriamiento se llevan a cabo mediante un sistema de aire. Todo ello tiene ventajas e inconvenientes. La principal ventaja es la rapidez, que permite obtener resultados, en muchos casos, en menos de 1 hora. Sin embargo, presenta un alto costo, ya que los capilares y otros materiales son específicos para este sistema, y bastante caros. Además, los protocolos de tiempos y temperaturas no son intercambiables con otros sistemas de PCR cuantitativa, lo que requiere de nuevas optimizaciones.

Figura 15. LightCycler de Roche

Ventajas del tiempo Real La determinación de valores de Ct siguiendo la cinética en tiempo real de PCR elimina la necesidad de un competidor que debe de ser amplificado con el blanco. La cuantificación se puede realizar por el método más básico que es preparar una curva estándar y determinar cantidad desconocida por comparación con curva estándar. Comparado a las medidas del punto final, el uso de los valores de Ct también amplía la gama dinámica de la cuantificación porque los datos se colectan para cada ciclo de PCR.

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La PCR en tiempo real permite una amplificación confiable con alta especificidad y sensibilidad. El producto de PCR se cuantifica en cada ciclo. Hay una alta correlación entre la señal (Ct) y la cantidad de blanco. Con esta técnica se tiene alta precisión y exactitud. También hay la posibilidad de PCR múltiplex. No requiere de análisis posterior a la PCR (electroforesis,etc.). Esto reduce la posibilidad de contaminación y elimina fuentes potenciales de error. Se puede realizar un mayor número de reacciones por día. El sistema a “tubo cerrado” sirve como control de contaminación. Existe un amplio rango de aplicación. El diseño de primers y sondas tiene que ser más exigente. PRIMERS DEGENERADOS Son primers que tienen un número de opciones en varias posiciones en la secuencia para permitir el alineamiento y la amplificación de una variedad de secuencias relacionadas. Por ejemplo: 5’-TCG AAT TCI CCY AAY TGR CCN T-3’ Y = pirimidinas = C / T (degeneración = 2X) R = purines = A / G (degeneración = 2X) I  = inosinas  = C / G / A / T  N = nucléotido = C / G / A / T (degeneración = 4X) Uso de los primers degenerados Los primers degenerados se pueden utilizar: • •

Para amplificar secuencias conservadas de un gen o de genes del genoma de un organismo. Para conseguir la secuencia de nucleótido después de secuenciar algunos aminoácidos de una proteína de interés

Hay evidencia de regiones o motivos altamente conservados de aminoácidos que se pueden diseñar utilizando primers degeneradas; estas regiones pueden ser conservadas entre especies. Las primers degeneradas se pueden utilizar para amplificar estas secuencias. Las secuencias amplificadas de esta manera se pueden secuenciar para confirmar que la secuencia esté correcta. Pueden entonces ser utilizadas como sondas para amplificar el gen de interés de una biblioteca geonómica (procariótica) o de una biblioteca de DNA (eucariótica). Cuando se ha aislado exitosamente una proteína de interés, el final de esta proteína (o algunos aminoácidos) pueden ser secuenciados. La secuencia del aminoácido se puede

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utilizar para diseñar primers degenerados. El producto de PCR puede ser secuenciado. Si los primers producen una secuencia truncada (del gen) o parcial, pueden ser utilizadas como sondas. Diseño de los primers degenerados Alineación de la secuencia Las secuencias de aminoácidos de proteínas similares u homólogas se pueden recuperar de una base de datos tal como GenBank. Estas secuencias entonces se alinean. Por lo menos 2 bloques de aminoácidos conservados deben estar presentes para permitir el diseño de los primers de PCR. Otra alineación se puede hacer en el nivel del nucleótido si se desea. Si una base se conserva a través de la alineación se puede suponer que esta base particular será la misma en el caso de interés. Los primers deben tener 20-30 nucléotidos de longitud. La alineación de la secuencia también dará el tamaño previsto del producto de PCR. Información de la secuencia terminal de aminoácidos Si estos datos están disponibles pueden ser utilizados como un punto de partida para el diseño de los primers. Degeneración de primers La degeneración de los primers depende de una multiplicidad de factores incluyendo el templado. La degeneración se puede bajar con el uso de las inosinas para sustituir 4 bases “wobbles” en vez de usar las 4 substituciones de bases. Para conseguir la degeneración, simplemente se multiplican todos los valores de la degeneración incorporados en la secuencia del primer. Otro factor que se toma en consideración es que conforme la degeneración de los primers aumenta, la concentración de un primer específico disminuirá. Las substituciones de las bases son solamente las substituciones comunes, aunque se han utilizado otras opciones dependiendo de la secuencia La Reacción de PCR El cóctel de PCR Una mezcla estándar del cóctel de PCR será un buen inicio. Sin embargo, una excepción se observa para las concentraciones de primers. Un aumento de la concentración puede ser necesario para compensar la degeneración. Si los primers usados son absolutamente degeneradas, se pueden utilizar 50 pmoles como punto de partida y optimizar a partir de ahí.

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Los ciclos de PCR (el termociclador) Se requiere de mucha experimentación y optimización. Se comienza con las condiciones estándar, después se procede optimizando la temperatura de alineamiento del primer. Se comienza con 35 ciclos y se aumenta a 50 en caso de ser necesario. Se debe considerar la viabilidad de la polimerasa para 50 ciclos. 4-5 de los primeros ciclos de PCR se pueden correr con una temperatura de alineamiento 5-10 o C más bajo que la temperatura de alineamiento para amplificar los primers con múltiples “mismatches”. Problemas Comunes Algunos problemas que se pueden presentar cuando se utilizan primers degenerados son: •

• • •

Inhibición competitiva debido a la alta degeneración del primer (los primers se alinean al DNA correcto pero no son extendidos por la polimerasa debido a los extremos 3 ' inestables dando como resultado que los primeros ciclos de PCR sean altamente ineficaces. Esto puede ser superado aumentando ciclos de PCR o utilizando 25-30 ciclos estándares seguidos por otra reacción de 30-35 ciclos usando el primer producto como templado Concentración baja del primer específico debido a la alta degeneración, esto puede ser corregido fácilmente aumentando la concentración del primer La DNA polimerasa con actividad exonucleasa 3'-5’ no debe ser utilizada ya que degradan los primers (la Taq polimerasa trabajará muy bien) Apareamiento falso o no específico debido a los primers altamente degenerados o al templado que contiene muchos sitios de alineamiento. Se puede intentar la optimización de la temperatura del alineamiento o el reajuste de los primers Secuenciación

Después de que la banda del tamaño previsto se haya extraído del gel de agarosa, el producto se puede secuenciar o clonar directamente. Aunque los primers degenerados se pueden utilizar directamente para secuenciar, pueden dar lugar al apareamiento no específico dependiendo del templado. La secuenciación de los productos permite el uso de los sitios del primer situados generalmente en los flancos del vector.   Controles Si se amplifica un gen usando los primers diseñadas de un alineamiento es conveniente hacer un dot blot que consiste en un control positivo, DNA templado, algo de gDNA relacionado y un gDNA distante para comprobar una posible contaminación. Esto debe ser hecho después de secuenciar y asegurar que se tiene la secuencia deseada haciendo un búsqueda en la base de datos (por ejemplo. BLASTX).

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LONG PCR Para llevar a cabo esta técnica de manera eficiente es necesario el uso de dos polimerasas: una polimerasa principal en la reacción que no tenga actividad de proofreading, y una polimerasa que posea una actividad exonuclease 3’-5’, que esté presente en una concentración más baja. La eficiencia disminuye drásticamente cuando se incorporan las bases incorrectas. La actividad exonucleasa 3’-5’ elimina estos errores en las bases y hace que la reacción posterior proceda. Por lo tanto, la amplificación de fragmentos largos de DNA puede llevarse a cabo (Figura 16).

Figura 16. Long PCR

Aspectos Generales Al usar la PCR para amplificar fragmentos de más de 10 kbp es esencial la preparación de muestras intactas (libre de mellas) y completamente purificadas con varios pasos de extracción y purificación. La concentración óptima de los primers está en un rango de 0.1 a 1.0 mM. En una concentración más baja que la óptima, el producto de la amplificación puede ser pobre. Por otra parte, en una concentración más alta, el alineamiento no específico pueden superar la amplificación del producto deseado. Las concentraciones del primer se pueden fijar dependiendo de las características y las cantidades de DNA. Bajas concentraciones de primer se recomiendan para DNA altamente complejo, tal como DNA genómico humano, o para altas concentraciones de DNA templado. Mientras que altas concentraciones se prefieren para templados de poca complejidad tales como DNA de plásmido, o para cantidades limitadas de DNA templado. La concentración óptima del magnesio se puede afectar por las características y propiedades de la mezcla de reacción, incluyendo concentraciones de dNTPs, de los primers y los agentes quelantes que contenga el templado. El exceso de Mg2+ tiende a causar productos no específicos que se observan como un barrido de bandas en el gel, mientras que el Mg2+ escaso puede generar menos productos amplificados.

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Para establecer la concentración de enzima deben ser consideradas la cantidad o la complejidad del DNA templado y de la longitud del fragmento amplificado. Exceso de la enzima puede causar reacciones no específicas. La eficacia de la amplificación puede ser disminuida cuando la concentración de la enzima es baja. El número óptimo de ciclos es alrededor 25 a 30 ciclos considerando la cantidad o la complejidad del DNA templado y la longitud de los fragmentos amplificados de la DNA. Se recomiendan condiciones de desnaturalización de 20 segundos en 98°C o 30 segundos en 94°C. Un tiempo de la desnaturalización demasiado corto o una temperatura demasiado baja puede causar una eficiencia pobre en la amplificación. Un tiempo de la desnaturalización demasiado largo o una temperatura de la desnaturalización demasiado alta puede no generar ningún producto identificable. La temperatura óptima de alineamiento experimental se determina en un rango de 45-68°C. Programa genérico para Long PCR para el Perkin Elmer 9600 • • •

Inicial desnaturalizando a 94ºC durante 10-15 segundos. Ciclos 1-15 94ºC 10 segundos, 68ºC por n minutos (15 veces) Ciclos 16-30 94ºC, 10 segundos, 68ºC por n minutos +15 segundos/ciclo (15 veces)

Los 15 segundos por ciclo para los ciclos 16-30 puede ser necesaria para solamente fragmentos más largos (20 Kb). Hot Start Se puede utilizar el método de hot start para hacer una Long PCR. La reacción se divide en dos partes: una fracción de templado/primer que es 3/4 o 4/5 del volumen de la reacción, y una fracción de la polimerasa que constituye el resto. Cada fracción contiene la misma concentración de buffer. La fracción de la polimerasa contiene solamente la polimerasa, el buffer y agua; el resto de los componentes se incluyen en la fracción de templado/primer. Se pone la fracción de templado/primer en el tubo y se calienta en la máquina de PCR a 94ºC por 10 segundos. para desnaturalizar. Después se agrega la fracción de la polimerasa durante el primer paso de alineamiento y extensión. PCR in situ La hibridación in situ (ISH) ha demostrado ser una herramienta molecular muy importante en diagnóstico y la investigación y ha avanzado perceptiblemente el estudio de la estructura y de la expresión del gen a nivel de células individuales. Sin embargo, la utilidad de ISH es limitada por la sensibilidad de cerca de 20 copias del mRNA por la célula, un obstáculo de la detección que pueda ahora ser superado gracias a las nuevas tecnologías. En años recientes, las estrategias para mejorar los límites de detección en estudios de ISH han incluido protocolos que amplifican la detección de la señal, o incrementando la cantidad de sondas de hibridación usando cócteles del oligonucléotido o múltiples sondas de cRNA. Una tercera estrategia que emplea la PCR es la amplificación basada en las 32

secuencias de nucleótidos del blanco. Esta estrategia fue desarrollada independientemente por varios laboratorios en 1980 Principios y métodos Los aspectos importantes para la PCR in situ incluyen la fijación y la permeabilización durante la preparación de la muestra, un mecanismo para ciclación y el material celular en la solución o en laminillas de cristal Antes de llevar a cabo la PCR in situ, las células o las muestras del tejido fino son fijadas y permeabilizadas para preservar la morfología y permitir el acceso de los reactivos de PCR a las secuencias intracelulares que se quieren amplificar. La amplificación de PCR de las secuencias blanco se realiza después en las células intactas en tubos micro-Eppendorf o directamente en preparaciones citocentrifugadas o secciones del tejido fino en laminillas de cristal (Figura 17).

Figura 17. PCR in situ

Las células en la mezcla de reacción de PCR son termocicladas en tubos microEppendorf usando cicladores convencionales de bloque. Después de la PCR las células son citocentrifugadas sobre las laminillas de cristal con la visualización de los productos intracelulares de PCR por ISH o inmunohistoquímica. La PCR in situ en las laminillas de cristal es realizada sobreponiendo las muestras con la mezcla de PCR debajo de una tira que se sella con cera o aceite mineral para prevenir la evaporación de la mezcla de reacción. Un ciclo térmico se completa poniendo las laminillas de cristal sobre los bloques de calentamiento de un termociclador convencional o diseñado especialmente o usando hornos que completan un ciclo térmico. La detección de los productos de PCR intracelular se realiza por dos técnicas diferentes: 1) Indirectamente por ISH con sondas específicas para el producto de PCR (PCR in situ indirecto) 2) Sin ISH con la detección directa de los nucleótidos etiquetados (digoxigenina-11dUTP, fluoresceina-dUTP, 3H-CTP o biotina-16-dUTP) que se han incorporado en los productos de PCR (PCR in situ directa)

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OTRAS VARIANTES DE LA PCR Multiplex PCR Es una PCR en la cual hay múltiples pares de primers (hasta 8) lo que da una serie de productos. Éstos pueden verse como múltiples bandas en un gel de azarosa. Se usa frecuentemente en diagnóstico médico. Ahorra templado, tiempo y gastos. Requiere una cuidadosa optimización Nested PCR Consiste en dos procesos de amplificación sucesivos, de forma que en la segunda PCR se utilizan unos primers contenidos en la secuencia amplificada en la primera reacción (Figura 18). Es decir, el producto de amplificación de la primera PCR es el molde de la segunda. Se aplica cuando se quiere mejorar la sensibilidad y especificidad de la técnica, especialmente en el caso de muestras de baja calidad o con un pequeño númerode copias de la secuencia a amplificar. A veces 1 ronda de PCR no da un producto único a partir de un templado complejo, apareciendo un barrido. Se puede resolver utilizando un segundo par de primers que hibriden un poco más internamente que los primeros. Se obtiene un producto único porque solo el fragmento correcto de ADN posee los sitios correctos de hibridización para el segundo par de primers.

Figura 18. Nested PCR

CLONACIÓN DE PRODUCTOS DE PCR Para conseguir una mayor eficiencia en varios usos del “downstream” (por ejemplo, la expresión de genes, la transcripción in vitro, secuenciación, preparación de sondas marcadas para hibridización) los productos de PCR se clonan a menudo en vectores apropiados (Figura 19).

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Figura 19. Clonación de productos de PCR

La clonación del DNA amplificado es a menudo un paso difícil en el análisis de los productos de PCR. Para facilitar la clonación de los productos de PCR, se han desarrollado varias técnicas. Para elegir un método, se deben considerar varios factores, como el propósito de la clonación, el tipo de polimerasa usado, y la longitud del producto de PCR. Por ejemplo, si se utiliza una polimerasa con actividad de “proofreading” para un estudio mutagénesis sitio-dirigido, la clonación en vectores con extremos romos (blunt end) puede ser conveniente. Por otra parte, para la expresión de proteínas, un método que permita la clonación direccional es útil. Clonación TA La Taq polimerasa tiene una actividad transferasa terminal que agrega preferencialmente adenina a los extremos 3' de los productos de PCR. Los productos de PCR con esa extensión del adeninas en el extremo 3' se pueden clonar en un vector que contiene timidinas 3' complementarias (clonación TA). Los vectores T pueden ser hechos usando una enzima de restricción como la XcmI. Sin embargo, debido a que Xcm I tiene una secuencia de reconocimiento poco común, el sitio de restricción de Xcm I tiene que ser introducido por inserción de un oligonucleótido sintético en el sitio de clonación. Alternativamente, los vectores T se pueden preparar por la adición enzimática de un solo residuo de timidilato con la transferasa terminal y el ddTTP o la Taq polimerasa y el dTTP. Las polimerasas usadas para el método de clonación TA deben exhibir actividad de transferasa terminal y carecer de actividad exonucleasa 3'-5’. Además de la Taq polimerasa, varias DNA polimerasas (por ejemplo, la Tth polimerasa) tienen estas características y por lo tanto se pueden utilizar para la clonación TA.

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Clonación de extremos romos Las DNA polimerasas con actividad exonucleasa 3'-5' remueve los nucleótidos mal apareados de los extremos 3' del DNA de doble cadena y genera productos con extremos romos. Los productos de PCR generados por estas polimerasas se pueden clonar en vectores con extremos romos. Existen técnicas que permiten remover una sola extensión de nucleótidos de los productos de PCR generados con la Taq polimerasa; estos productos de PCR se pueden también clonar por la ligación de extremos romos en un vector conveniente. Generalmente la clonación de extremos romos de los productos de PCR (o de cualquier DNA) en plásmidos es menos eficiente que la clonación extremos cohesivos. Por lo tanto se ha desarrollado una variación más eficiente del método de clonación de extremos romos. En este método, una enzima de restricción poco común se agrega a la mezcla de ligación para linearizar cualquier vector ligado a sí mismo formado durante la reacción. Clonación direccional a través de primers modificados. Varios métodos de clonación requieren la modificación de los primers de PCR para mejorar la eficacia de la clonación y facilitar la clonación direccional de los productos de PCR. Un método común para una clonación direccional eficiente es introducir sitios de restricción adicionales en el extremo 5' de cada uno de los primers. Mientras que procede la amplificación, estos primers se incorporan en el producto de PCR. Después de la PCR, el fragmento de DNA amplificado se digiere con la enzima de restricción apropiada y se liga en un vector linearizado. Algunas enzimas de restricción no pueden cortar en las secuencias localizadas cerca de los extremos del DNA de doble cadena lineal. Además, puesto que la secuencia del producto de PCR es a menudo desconocida, la enzima de restricción elegida podría potencialmente reconocer y cortar los sitios dentro del producto. Otro método que utiliza los primers modificados es la clonación con ligaduraindependiente En la clonación mediada por la uracil glicosilasa, los extremos 5' de los primers de PCR son parcialmente complementarios a las secuencias del vector y contienen varios residuos de dUMP. La incorporación de estos primers durante la PCR da lugar a la colocación selectiva de los residuos de dUMP en el extremo 5' de los productos de la amplificación. Después de que los residuos de dUMP sean quitados por uracil DNA glicosilasa, los lados apirimídicos que resultan son susceptibles a ser cortados por las condiciones alcalinas. Los extremos 3' de una sola cadena que resultan se pueden entonces alinear a los extremos complementarios del vector y las moléculas quiméricas de DNA que resultan se transforman sin ligación in vitro.

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Un ejemplo de clonación direccional que no requiere primers especiales es la clonación direccional basada en la Exonucleasa III. Bajo condiciones controladas de reacción, la actividad exonucleasa 3'-5' de la Exonucleasa III se puede utilizar para degradar el producto de PCR de los extremos 3' de ambas cadenas. El producto modificado de PCR que resulta se puede clonar fácilmente en un vector linearizado con las bases complementarias. Clonación de fragmentos largos de DNA Usando mezclas de diversas polimerasas se ha podido amplificar blancos largos de DNA. Para la clonación de productos grandes de PCR (mayor de 10 KB) el uso de vectores basados en plásmidos es difícil porque la capacidad de clonación en vectores es limitada. La clonación eficiente de fragmentos largos de DNA se puede alcanzar solamente con vectores cosmidos y sistemas de empaquetado. Recientemente, un método basado en cósmidos se ha desarrollado para clonar fragmentos de hasta 36 KB con alta eficiencia. MUTAGÉNESIS POR PCR Consiste en introducir cambios de secuencia dentro de fragmentos (clonados) de ADN. Mutagénesis con PCR-extensión solapada El método de extensión solapada (Figura 20) requiere 2 primers mutagénicos y otros 2. Amplifica un fragmento 5´ y un fragmento 3´ que se solapan. Ambos portan la mutación. Se utilizan los productos en otra reacción para producir el ADN mutado de longitud completa.

Figura 20. Método de extensión solapada

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Mutagénesis sitio dirigida La mutagénesis sitio-dirigida in vitro es una técnica invaluable para estudiar relaciones de la estructura-función de proteínas, la expresión del gen y la modificación del vector. Varios métodos de los métodos reportados requieren de DNA de una sola cadena como templado. La razón de esto, ha sido históricamente la necesidad de separar los filamentos complementarios para evitar el realineamiento. El uso de PCR en mutagénesis sitio-dirigida logra la separación de las hebras usando un paso de desnaturalización que separa las hebras complementarias y permitiendo la polimerización eficiente de las primers de PCR. Los métodos de PCR sitio-dirigidos permiten así que las mutaciones sitio-específicas sean incorporadas en cualquier plasmido de doble cadena. El gen de interés es amplificado con una ADN polimerasa en condiciones donde la fidelidad transcripcional es baja y se introducen errores en las copias generadas. Dado que la mayoría de las mutaciones no son beneficiosas, dos mutaciones favorables se acumularán en el mismo gen, solamente con baja probabilidad y muchas mutaciones beneficiosas serán enmascaradas por las deletéreas. Para combinar varias mutaciones deseables, se utiliza un segundo método, donde el conjunto de fragmentos de ADN generado por la PCR es digerido por DNasa I, una enzima que corta en forma inespecífica, y se reensamblan los trozos por PCR. En principio, cada mutación puede ser recombinada y propagada individual e independientemente de otras mutaciones. Este proceso se asemeja al “crossingover” que tiene lugar en los cromosomas de los organismos vivientes. Para introducir mutaciones solamente en una región particular de un gen, puede utilizarse la mutagénesis en cassette por PCR. El fragmento de ADN conteniendo el punto mutado es recortado en dos sitios de restricción flanqueantes. Luego, un producto de PCR, que puede ligarse exactamente en estos sitios de restricción, se genera con un primer degenerado. Este iniciador se sintetiza químicamente para llevar una mezcla al azar de nucleótidos en uno o más codones y la proteína codificada lleva, por lo tanto, un conjunto de aminoácidos al azar, en esta posición particular. Desafortunadamente, un codón completamente formado al azar exhibirá una fuerte desviación hacia algunos aminoácidos que son codificados por más de un codón, por ejemplo, el aminoácido serina es codificado por seis codones diferentes, mientras que triptofano está codificado por un solo codón), siendo también difícil evitar la incorporación de un codón de terminación. La solución a este problema es usar trinucleótidos presintetizados (codones) para todos los 20 aminoácidos como bloques de construcción para la síntesis de ADN de los oligonucleótidos, en lugar de utilizar los mononucleótidos convencionales. Estos bloques pueden ser mezclados en cualquier proporción y solamente se necesita agregar aquellos trinucleótidos que el investigador desea en esta posición en la secuencia proteica (Figura 21).

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Figura 21. Estrategias para mutagénesis, con el fin de obtener las modificaciones localizadas o en genes enteros. En el panel (A) se muestra en forma esquemática el proceso de PCR “sujeto a error”, como una estrategia para la distribución no dirigida de mutaciones en un gen de interés. Se muestran dos tipos de mutaciones, las favorables (cuadrados) y las desfavorables (círculos). En ciclos sucesivos de PCR, se introducen más mutaciones de cada tipo y, generalmente, las moléculas contendrán alguna de cualquier tipo. Así, el efecto benéfico de las mutaciones favorables puede ser opacado, completamente, por la presencia de las desfavorables. Una posible solución a este problema, se muestra en el panel (B) y se conoce como “mezclado de ADN”. El producto de PCR se corta en pequeños trozos, utilizando la enzima ADNasa I y se reensamblan, subsecuentemente, mediante PCR. Las mutaciones quedan, por lo tanto, cruzadas y los genes con el mayor número de mutaciones favorables pueden ser enriquecido por selección. El panel (C) muestra el principio de PCR utilizando un “primer degenerado”. Este “primer” o iniciador contiene una mezcla de todos los cuatro posibles nucleótidos (abreviados en la letra N) en una posición determinada o, alternativamente, una mezcla de codones ensamblados a partir de trinucleótidos. Las proteínas sintetizadas a partir de este gen llevarán, por lo tanto, un grupo “randomizado” de aminoácidos en esta posición.  

APLICACIONES ESPECIALES DE LA PCR Durante los últimos años, la PCR se ha convertido en una herramienta importante para analizar el genoma humano. Además de generar cantidades grandes de templado para secuenciar, la PCR se ha utilizado para el mapeo de cromosomas y para analizar cambios grandes y pequeños en estructura cromosómica. Por ejemplo, la PCR lo ha hecho posible: • • • •

Usar las secuencias repetidas en el genoma como marcadores genéticos. Genere sondas de hibridación específicas para cromosoma. Estudiar la evolución de las secuencias de un gen y los efectos de variabilidad de la secuencia en la función del cromosoma. Amplificar e identificar las secuencias blanco in situ.

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BIBLIOGRAFÍA 1. Innis M. A., Gelfand D. H., Sninsky J. J., White T. J. PCR Protocols. Academic Press Inc. Estados Unidos, 1990. 2. Griffin H. G., Griffin A. M. PCR Technology: Current Innovations. CRC Press Inc. Estados Unidos, 1994. 3. Bustin S. A. Absolute quantification of mRNA using real-time reverse transcription polymerase chain reaction assays. Journal of Molecular Endocrinology. 2000. 25,169-193. http://www.roche-applied-science.com/PROD_INF/MANUALS/pcr_man/index.htm http://www.med.sc.edu:85/pcr/realtime-home.htm http://www.espanol.pcrlinks.com/ http://folk.uio.no/kristban/realtime/pfaffl.pdf

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