FLAGELIASIS DE PLANTAS: COMENTARIOS SOBRE UNA REVISION BIBLIOGRAFICA1

Rev. Ecol. Lat. Am. Recibido: 10-09-89 Vol. 3 Nº (1-3) Art. 9 pp. 57-68, 1995 Aceptado: 01-07-90 FLAGELIASIS DE PLANTAS: COMENTARIOS SOBRE UNA REVISION BIBLIOGRAFICA LC QH106.5 * DEWEY 574 Publicado: 15-10-95 ISSN 1012-2494 CODEN: RECLEQ D.L. pp 83-0168 © 1995 CIRES

FLAGELIASIS DE PLANTAS: COMENTARIOS SOBRE UNA REVISION BIBLIOGRAFICA1 SOLARTE R. Y. 2, MORENO E. A.2 & SCORZA J. V.3 Centro de Investigaciones Trujillanas “Dr. José W. Torrealba” Núcleo Universitario de Trujillo Apartado 100 Trujillo, 3102, Venezuela

RESUMEN Se revisan conocimientos sobre la epidemiología de las flageliasis vegetales, morfología de los agentes etiológicos, sus vectores y la producción de cuadros patológicos en plantas nativas (Euphorbiaceae y Asclepiadaceae) y en exóticas (Rubiaceae y Aracaceae); se discuten las relaciones entre vectores plantas nativas y exóticas y finalmente se comenta el cultivo in vitro de los parásitos en diversos medios tanto naturales como semisintéticos. Palabras Clave : Flageliasis, Phytomonas, Revisión bibliográfica.

PLANT FLAGELIASIS: COMMENTS ON A BIBLIOGRAPHIC REVIEW ABSTRACT Information on plant flageliase is reviewed. Morfology of etiological agents is discussed as well as transmition, pathology signs on native (Euphorbiaceae and Asclepiadaceae) and exotic plants (Rubiaceae and Aracaceae). The relationships among vectors and exotic-native plants are commented. Cultivation of parasites in natural and semisynthetic media is commented. Key Words : Flageliase, Phytomonas, Bibliography reviewed.

INTRODUCCIÓN Las flageliasis vegetales son infecciones producidas por protozoos del género Phytomonas (Donovan, 1909) (Kinetoplastida: Trypanosomatidae ), con distribución cosmopolita; son parásitos que se multiplican en los túbulos laticíferos o floémicos, de transmisión obligatoria por picaduras de hemípteros fitófagos, en estadios promastigotos, observándose también en bajas proporciones formas sin flagelo. Las plantas hospedadoras incluyen a miembros de la familia Rubiaceae , Aracaceae (Palmae), Moraceae, Apocynaceae, Sapotaceae y Urticaceae con distribución en Europa, Africa y América (Lafont, [36]; Stahel [59]; Parthasarathy et al. [53]; Dollet et al. [15]; Dollet y López [16]). 1 . - Elaborado principalmente con materiales de la “Biblioteca Ignacio Ortíz”, Centro “J.W. Torrealba”, NURR-Trujillo 57 2 . - Biólogos, alumnos del Postgrado en Protozoología, NURR-ULA. 3 . - Profesor del curso de Postgrado.

Características morfológicas de los flagelados. Los promastigotos de Phytomonas spp. tienen cuerpo en huso con extremos aguzados, longitud variable entre 13 y 24 micras por 1 a 2,5 micras de ancho y con un flagelo de 10.5 hasta 16 micras. A menudo el cuerpo es retorcido con 2 a 3 torsiones en espiral siendo esta característica resultado del medio en el cual crece el flagelado. El núcleo está situado en un tercio del extremo anterior, con un cinetoplasto prenuclear. En las formas gigantes se observan gránulos refringentes dispersos en el citoplasma. No exhiben gránulo basal cuando son coloreados con Giemsa, lo que hace pensar que el colorante no penetra la bolsa flagelar. Usualmente la multiplicación se efectúa por división binaria longitudinal (França, [21], Vickerman, [71]). De 200 parásitos examinados en un extendido de látex de Chamaesyce hyssopifolia, fijado con metanol y

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coloreado con Giemsa, 43.5 % carecían de flagelos, 39 % eran promastigotos típicos y 17.5 % formas con flagelos que variaban en longitud desde 1 hasta 4 micras (Attias y De Souza [3]).

E. gerardiana infectada a una altura de 1.300 metros sobre el nivel del mar. En América, Mignone (50) halló fitomonas en Araujia augustifolia (Asclepiadaceae) del Paraguay y la denominó Leptomonas elmassiani.

Estudios electronomicroscópicos en Phytomonas elmassiani de Asclepias syriaca (Paulin & McGhee [54]) y de Phytomonas sp. de C. hyssopifolia (Attias & De Souza [3]) revelan que los flagelados muestran las mismas estructuras características de otros Trypanosomatidaea: están recubiertos por una unidad de menbrana con microtúbulos subpeliculares, 90 en número constante en secciones transversales cerca del núcleo, siendo menor hacia los extremos. El núcleo de doble membrana, ramifica su membrana externa en el citoplasma para formar cisternas ricas en ribosoma. Las mitocondrias son alargadas, contínuas y anastomosadas y no se les observa crestas bien desarrolladas.

En los años siguientes aparecieron otras publicaciones en América que han señalado el hallazgo de Phytomonas en plantas laticíferas como Euphorbiaceae y Asclepiadaceae (Strong [62]; Harvey & Lee [26]; McGhee & Hanson [44]; Ayala et al. [5]; McGhee & Postel [48]). En Venezuela, Iturbe (30) señaló la presencia de Phytomonas sp. en E. hypericifolia. Recientemente, Villegas et al. (70), en Trujillo, Venezuela, han encontrado tres especies de Chamaesyce naturalmente infectadas y han descrito técnicas para la estimación de la incidencia por Phytomonas sp. en parcelas con estas plantas. Hasta hoy, las plantas silvestres o nativas en donde ha sido hallado este protozoario son numerosas y pertenecen a las familias Euphorbiaceae , Asclepiadaceae , Moraceae , Apocynaceae, Sapotaceae y Aracaceae (Kastelein, et al. [33]; Van Slobbe et al. [67]; Bezerra & Oliveira [8]); siendo la primera de ellos cosmopolita, y muy abundante en el Trópico.

ADN electron denso se destaca en el interior del cinetoplasto y en la bolsa flagelar muy reducida, una hilera de microtúbulos paraxiales paralela al axonema flagelar. Se observan también organelas semejantes a peroxisomas (glicosomas), cuerpos densos y cuerpos vesiculares dispersos en el citoplasma. En el cuadro I se transcriben los promedios de las medidas de cuatro especies de Phytomonas , observandose diferencias significativas entre P. davidi y P. elmassiani. Las Phytomonas spp. del cocotero y de la palma africana podrían ser desde este punto de vista, un mismo flagelado. Las medidas de P. leptovasorum no se pueden comparar con las de otras especies por ser hechas en secciones de tejidos. Sin embargo, con este único parámetro no se puede concluir que se esté en presencia de cuatro especies diferentes de Phytomonas ya que harían falta estudios bioquímicos tales como: densidad de flotación del ADN, tipificación por lectinas y factores de excreción en cultivos para disponer de mayores datos para la caracterización taxonómica de estas especies. En el cuadro II se resumen las mediciones de Phytomonas staheli.

Las fitomonas que se han encontrado en especies Chamaesyce y de Aclepias han sido identificadas, para los dos primeros géneros, como Phytomonas davidi y para el último como P. elmassiani. P. davidi tiene una amplia distribución geográfica (Wenyon [73]). Autores que han estudiado plantas con este protozoario señalan que no produce sintomatología aparente (Harvey & Lee [26]; McGhee & McGhee [46]), mientras que otros han observado plantas infectadas con apariencia enfermiza (Holmes [27]). Ruíz (57) considera que la mayoría de las plantas con fitomonas no exhibe signos del parasitismo, advirtiendo que el aspecto marchito o raquítico de una planta no serviría como criterio para pensar en su parasitismo por fitomonas por cuanto tal apariencia puede ser producida por variados factores (deficiencia en nutrientes, virus y otras infecciones). La parasitosis es de aparición tardía y en las últimas etapas de la vida de la planta; C. pilulifera infectadas presentan pocas hojas duras y amarillas, con látex diluido (Ruíz [58]) o manchas oscuras en el tronco, las ramas y las hojas que França identificó como signos de la “primera lesión” no pueden atribuirse a la infección por cuanto él mismo no pudo establecer una clara relación fitomonasenfermedad. Suponemos que el parásito podría competir por nutrientes con la planta misma y por lo tanto producir

Relación plantas nativas-Phytomonas. Lafont (36) describió este parásito en la isla de Mauricio, del látex de algunas Euphorbiaceae (E. pilulifera, E. hypericifolia y E. thymifolia) y lo identificó como Leptomonas davidi. Ese mismo año, Donovan (19) propuso para él el nombre genérico de Phytomonas y fuera del trópico, Franca (20) describió la infección en E. peplus y E. segetalis de portugal y hallazgos similares fueron publicados por Laveran & Franchini (37) en Francia e Italia. Galli-Valerio (24) encontró en Suiza 58

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algún desbalance nutricional, aunque siendo las fitomonas de Euphorbiaceae y otras plantas parásitos de vasos laticíferos, es posible que su parasitismo no se traduzca como daño, ya que estos vasos son estructuras de excreción (Parthasarathy et al. [53]). La infección es muy lenta en su desarrollo y después de exhibir los primeros signos, es tan sólo a los dos meses cuando la planta aparece totalmente infectada; ignoramos los factores que restringen su propagación, no sabemos si esta es pasiva por arrastre o activa por migración y desplazamiento de los parásitos.

especie que se adapta bién a ambientes intervenidos; por otra parte, muchas plantas laticíferas son ornamentales y seleccionadas para jardines; a esto lo podemos llamar, dentro de ciertos límites, monocultivo ornamental. En estudios sobre la incidencia de la infección se ha demostrado que en plantas dispersas, aisladas en un bosque o región la probabilidad de encontrar una segunda planta de la misma especie infectada es baja. Cuando existe una asociación de plantas susceptibles pertenecientes al mismo género, siempre hay una especie con más intensa infección que las otras y el grado de ésta depende del grado de infección de la subceptible. (Chamaesyce hirta, C. hyssopifolia (Villegas et al. [70]); A. fructicosa y A. curassavica) (Ayala, Quintero & Barreto [5]).

La discontinuidad en la extensión de la infección podría explicarse por la estructura del sistema de los vasos laticíferos de la planta huésped el cual varía de género a género. Esta discontinuidad podría depender también de la hora de toma de la muestra de látex. Se ha establecido que hay diferencias entre las muestras tomadas en la mañana y las tomadas en la tarde, siendo más probable encontrar fitomonas en las horas de la mañana. En cuanto a la época del año, es importante tener en cuenta que cuando la humedad ambiental es excesiva la incidencia y la densidad de parásitos disminuyen (Iriarte [28]).

En cuanto al parásito, McGhee y Hanson (44) han observado que en las plantas del mismo género, el parásito presenta diferencias estructurales y de tamaño; lo mismo ocurre entre familias de plantas. ¿Se debería esto a la adaptación del parásito en cada hospedero o a diferencia entre las especies de Phytomonas?. McGhee y Postell (48) realizaron un estudio de prevalencia sobre Chamaesyce hirta y C. hyssopifolia, encontrando una prevalencia del 58 %. McGhee & McGhee (46) en estudios llevados a cabo en los Estados Unidos de América durante los años 1968 y 1970, relacionaron la latitud con el porcentaje de plantas infectadas en la familia Asclepiadaceae (Cuadro III), y con el de la positividad de cada especie (Cuadro IV) observando que el principal reservorio de Phytomonas era Asclepias syriaca, concordando ello con su amplia distribución, seguida de A. curassavica, planta que se encuentra en América del Sur.

Hipotéticas formas de resistencia podrían hallarse en algún lugar de la planta reactivables cuando se normalizan las condiciones del hábitat lo cual explicaria el porqué una planta es positiva en una época del año y en otra es negativa. Las fitomonas parecen agregarse en algunos sitios de las plantas (Holmes, [27]) y esto podría explicar el fenómeno de positividad- negatividad en un mismo individuo y explicar también el hecho de que el investigador las halle un día en una rama y no al día siguiente. ¿Sería ésto un movimiento normal de la población de parásitos o se desplazarían a otro sitio de la planta como respuesta al daño causado a la misma?. Habría que tomar en cuenta también los cambios de tensión interna de los fluidos en los sitios lesionados y cambios en viscosidad que podrían producir movimientos de convexión o de corrientes. Se ha establecido que en infecciones intensas el látex se hace más claro, no encontrándose luego parásitos. Estas alteraciones del látex llevan casi siempre a las partes afectadas a la muerte y producen también degeneración y crecimiento anormal de los parásitos (França, [21]), todo aparentemente debido a agotamiemto nutricional.

Relación plantas nativas-vectores. Exite una relación muy estrecha entre especies de hemípteros fitófagos y sus plantas hospedadoras de las cuales son microdepredadoras (Griffith, [25]). En Euphobiaceae (Euphorbia pilulifera y E. hypericifolia ) se han encontrado Corizus sidae y Pachybrachius bilobata (Orthaea bilobata), mientras que Oncopeltus fasciatus se ha encontrado principalmente en Asclepiadaceae (McGhee & Hanson [45]). Entre los posibles vectores de Phytomonas sp., Oncopeltus fasciatus ha recibido particular atención en la transmisión de la flageliasis por ser un insecto con amplia distribución en América desde el norte hasta el sur del continente, en Brasil, migrando aparentemente desde el norte cada año. Se lo ha encontrado exclusivamente en Asclepiadaceae, donde deposita sus

La propagación de la flageliasis podría ser modificada por el hombre cuando éste altere una zona suprimiendo la vegetación natural; podría también indirectamente seleccionar ciertas plantas que son eficaces invasoras y de rápido crecimiento. Asclepias curassavica es una 59

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huevos cuando la planta produce semillas (Dingle, [14]) y puede estar contribuyendo a la dispersión de Phytomonas elmassiani manteniendo un flujo contínuo entre las poblaciones del norte, centro y sur América, con niveles de infección suficientes para la supervivencia del parásito.

presencia en las glándulas salivares, y distinguió tres etapas: 1) parásitos ingeridos durante la alimentación con látex contaminado, con rápida multiplicación en el intestino durante los primeros cuatro días (se cree que ocurren procesos de singamia cuando los flagelados pierden sus flagelos y se fusionan completamente); 2) al cuarto día formas gigantes de hasta 50 micras y formas redondeadas multi nucleadas y después de este período, parásitos en el intestino anterior y en la trompa como formas redondeadas tipo amastigotos y pequeños flagelados con 4.5 hasta de 7 µm de longitud, estimó que estas últimas eran las formas infectantes presentes, no sólo en el intestino, sino también en glándulas salivares y 3) la invasión de las glándulas salivares por migración de las formas intestinales hacia la parte anterior del insecto vía proboscis, penetrando los flagelados por los conductos salivares hasta alcanzar las glándulas salivares, en forma semejante a como se da el ciclo de Trypanosoma gambiense en la Glossina sp . Esta observación posteriormente se demostró que era errónea. Es importante destacar que en sus diagramas, França no refiere el hallazgo de formas flageladas en el hemocele.

Cuando varias especies de hemípteros se alimentan en una especie de planta, se reparten el recurso; en Asclepias hay dos especies de Oncopeltus, una que se alimenta sobre la semilla (O. unifasciatus) y otra directamente del tallo (O. cingulifer) aunque ambos pueden transmitir experimentalmente la flageliasis, uno lo hará durante todo el año y el otro cuando aparezcan las semillas, siendo este último un vector secundario. Experimentalmente, McGhee & Postell (49) han estudiado tres especies de hemípteros (Niesthra sp., Ortholomus sp. y Pachybrachius sp.) en Chamaesyce hypericifolia, logrando solamente ver la transmisión de las fitomonas de planta a planta, en presencia de Pachybrachius sp. Relación vectores-Phytomonas spp. En estudios epidemiológicos es importante tener en cuenta el tipo de desarrollo entero-celoma- salival del parásito para no confundirlo con formas de Leptomonas, aunque existen entre ambas diferencias en su desarrollo; en Phytomonas sp. hay presencia de promastigotos gigantes en el hemocele y en las glándulas salivares, mientras que en Leptomonas sp. formas amastigóticas o “quísticas” en el tracto digestivo posterior. En el género Crithidiala forma trófica es epimastigota.

Strong (62) en Panamá, encontró (Chariesterus cuspidatus) un Coreidae infectado naturalmente con flagelados morfológicamente similares a los encontrados en el látex de E. hypericifolia , E. pilulifera y E . callitrichoides; también halló en la porción posterior del intestino de pequeños lagartos (Gnemidophorus lemniscatus) flagelados indistinguibles de los del chinche. Tratando el autor de investigar la conexión entre estos flagelados y la leishmaniasis cutánea existente en la zona, inoculó subcutanea e intraperitonialmente ratones, cobayos, monos, cerdos y perros con flagelados obtenidos de plantas, de insectos y de lagartos, con resultados negativos, a excepción de un mono que había sido inoculado subcutáneamente en el abdomen con flagelados del lagarto y en el cual se desarrollo, ocho días más tarde una pápula que aumentó de tamaño y finalmente ulceró; frotes coloreados del material de ésta lesión mostraron amastigotos. Como no obtuvo infecciones similares con flagelados de plantas o de chinches, el autor concluyó que los flagelados que infectaron la piel del mono fueron resultado de modificaciones que los protozoos sufrieron en el intestino de los lagartos.

El estudio del desarrollo del parásito en el vector y su transmisión se inicio con los trabajos de Lafont (36) en la Isla Mauricio, observando que las plantas de E . hypericifolia infectadas albergaban hemípteros, y en una de estos (Nysius euphorbiae) se encontró un flagelado del tipo Leptomonas. Dos años más tarde el mismo autor intentó infectar a E. peplus utilizando estos chinches como vectores sin lograr la transmisión. Bouet & Roubaud (9), lograron transmitir la infección de una planta de E.pilulifera a otra con ochenta Dieuches humilis y França (22) en Portugal estudió el desarrollo y la transmisión de P. davidi en (E. segetalis) con Stenocephalus agilis (Coreidae). Este insecto de hábitos nocturnos, cuando se alimenta, pica en diferentes partes de la hoja produciendo muchas lesiones primarias que al ser examinadas, mostraron formas flageladas largas y redondeadas similares a las encontradas en las glándulas salivares del insecto. El mismo autor estudió el desarrollo del parásito en el tubo digestivo del chinche hasta su

En Venezuela Iriarte (28) encontró Corizus sidae, un Lygaeidae , infectado naturalmente con flagelados similares a las Leptomonas de la Euphorbia y describió su transmisión tras colocar Corizus que había permanecido durante varios días sobre euforbias enfermas junto con plantas sanas de E. pululiferas. 60

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Vickerman (71) ha descrito el ciclo de P. elmassiani de una Asclepiadaceae africana, la Pergularia extensa y en Oncopeltus famelicus, ciclo que resumiremos en tres etapas: 1) multiplicación del flagelado en el látex de la planta huesped con la producción de formas promastigotas y algunas formas redondeadas tipo amastigotas; 2) posprandial después de la ingestión de látex infectado por el insecto con activo crecimiento flagelar en el intestino medio y la producción de formas gigantes con hasta 50 micras de longitud y cuerpo retorcido que activa los movimientos del flagelo. Para la locomoción es probable que estas formas gigantes representen flagelados que migran hacia las glándulas salivares, vía hemocele, y 3) de activa multiplicación en la glándula salival exhibiendo una amplia variedad de formas que adhieren su flagelo a la pared de la glándula, con movimientos pendulares, observándose finalmente pequeñas formas metacíclicas que son inoculadas en los conductos de látex con la saliva del insecto cuando este se nutre, iniciándose así una nueva infección.

McGhee & Postel (48) hallaron en una parcela del Estado de Florida, USA, Pachybrachius bilobata scutellata (Lyigaeidae) transmitiendo P. davidi entre plantas del genero Chamaesyce spp. El chinche tiene una amplia distribución geográfica y alcanza desde EEUU hasta Surinam (McGhee [46]). Villegas et al. (70) han encontrado a P. bilobata en parcelas del Estado Trujillo (Venezuela) junto con C. hirta y C. hyssopifolia infectadas. De 51 adultos de P. bilobata capturados, 15 estaban infectados en las mismas proporciones (30, 30, 4, y 27,8 % respectivamente). La coloración de los parásitos con Giemsa mostró diferencias apreciables entre las formas vegetativas del látex de C. hirta y las de los insectos. Relación-plantas exótica -Phytomonas spp. Se han identificado otras dos especies de fitomonas en plantas cultivadas e introducidas en América, Phytomonas staheli de Cocus nucifera y Eleais guineensis (McGhee & McGhee [46]) y Phytomonas leptovasorum en Coffea liberica (Stahel, [59]). Consideramos primero las Phytomonas de palmas y su implicación epidemiológica. Estos parasitos causan considerables pérdidas en los cultivos de sus plantas hospedadoras y en el cocotero producen una enfermedad llamada HARTROT (HEART ROT). A diferencia de los parásitos de las plantas laticífera, estos son parásitos del floema y sólo se observan en los elementos cribosos maduros anucleados. Nunca se han observado en células nucladas (Parthasaratnhy et al. [53]). La infección se ha encontrado en Surinam (Louise et al. [38]), Trinidad (Waters [72]), Ecuador (Dollet et al. [17]), Costa Rica (McCoy et al. [43]), Brasil (Bezerra y de Figueiredo [7]), Colombia (Corrado [11]); Martínez-López et al. [41]), Venezuela (Malagutti, [39]), Perú (Dollet et al. [17]), y El Salvador. El desarrollo de la infección, en estas monocotiledóneas, se evidencia primero en las hojas inferiores o más viejas y se propaga en dirección ascendente. Siendo de rápida dispersión, puede durar entre 6 a 8 semanas, cambiando la palma su coloración de verde por un color café y pereciendo por putrefacción la médula y la yema terminal; se destruye también la inflorescencia, comenzando por el raquis, el racimo hasta llegar a los embriones y al final todo muere. En los frutos maduros afectados se puede observar un engrosamiento del endocarpio (Griffith, [25]).

En los Estados Unidos, McGhee & Hanson (44) lograron completar el ciclo de P. elmassiani de Asclepias syriaca en O. fasciatus bajo experimentos bien controlados, que comentaremos en tres secciones: 1) ingestión de flagelados de plantas infectadas por chinches alimentados sobre trozos de tallos de A. syriaca recién cortado; a los siete días de exposición estos O. fasciatus fueron removidos y colocados en sendos frascos con plántulas sanas de A. curassavica. Después de 37 días los insectos adultos fueron disecados hallandose infectado uno de seis chinches con una alta población de flagelados en las glándulas salivares. Ninguno de los insectos controles alimentados sobre semillas sanas de A . curassavica se infectó. 2) se expusieron plántulas de A. curassavica durante una semana a la picadura de cinco chinches adultos, silvestres, capturados en zonas endémicas. Uno de los insectos estaba intensamente infectado en las glándulas salivales. Nuevamente las plántulas fueron expuestas a otro lote de cinco chinches silvestres por otra semana y finalmente las plantas se encontraron infectadas. 3) en cuanto al desarrollo de P. elmassiani en O. fasciatus, los autores describieron el ciclo de vida en sus distintas secuencias. En Colombia, Ayala et al. (5) lograron infectar A . curassavica y A. fructicosa cultivadas en el laboratorio, utilizando adultos de O. cingulifer y O. unifasciatellus naturalmente infectados y también infectaron ninfas de ambas especies a partir de plantas con fitomonas. De los Onocopeltus silvestres, solamente O. cingulifer mostró flagelados en glándulas salivares.

Investigaciones sobre la etiología de estas lesiones de palma de coco, han asociado dos organismos como causante de los mismos daños, la Phytomonas staheli y el Micrococcus roseus (Griffith, [25]). Se presume que el flagelado produce stress por contínua irritacion de los tejidos y tras el puede penetrar la bacteria con sus enzimas 61

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proteolíticas provocando daños en el estipe. Kastelein (32) señaló que los síntomas externos de cocoteros afectados por la enfermedad “anillo rojo” producida por Rhadinaphelenchus cocophilus son indistinguibles de las lesiones conocidas en palmas como “Hartrot”. Al morir la palma, pueden encontrarse promastigotos viables hasta un mes postmorten; la afección aparece casi siempre cuando la palma tiene entre tres a mas años, es decir, cuando comienza a fructificar (Van Slobbe [66]). Tras el seguimiento de la propagación de la flageliasis en las palmas, se encontro que las plantas con cuatro años o más son más susceptibles a la enfermedad. Se encontraron también individuos infectados con fitmonas con solamente dos años de edad; al aparecer la enfermedad, la transmisión de palma a palma es exponencial y se estabiliza cuando casi la totalidad de la plantación está enferma, pudiendo provocar la extinción total del cultivo (Louis et al. [38]).

enfermedad, cuando la planta parece normal (Van Slobbe et al. [67]). Las fitomonas se localizarían en una sección de la planta y a medida que incrementan su número, la invadirían hasta coparla. Los tipos de suelos en que se cultivan estas palmas, según se ha observado, aumentan o disminuyen la susceptibilidad de las mismas a la infección (Anonimo [1]); suelos arcillosos con poco drenaje, son más propensas a contraer la infección que las palmas de suelos arenosos. El pH del suelo regula la aparición de la enfermedad; con un pH ácido (4.0) las plantas sucumben mucho antes de ser productivas (Van Slobbe [66]). Recientemente se han encontrado Phytomonas en palmas nativas Roystonea regia de Bahia (Brasil); los autores creen que este protozoo es el mismo que infecta al cocotero y a la palma africana ya que concurren en la misma localidad o zona; se especula también que la enfermedad, en los tres huespedes, tenga características comunes (Attias et al. [4]) y se han encontrado flagelados en el floema de Bentinckica nicobarica, palma de orígen Hindú, con signos patológicos parecidos al “Hartrot”, clorósis y caida de las hojas, el parásito ha sido identificado como P. staheli (Kastelein & Parsade [34]).

Se han detectado diferencias de tamaño entre las fitomonas de diferentes partes de la palma; en las inflorescencias son mucho más pequeñas que las encontradas en raíces. Podría pensarse que hay dos poblaciones de parásitos que tal vez homologando el dimorfismo con el de otras infecciones análogas, en animales, una compita al vector y la otra no.

En Coffea liberica, P. leptovassorum produce la necrosis y crecimiento anormal de las paredes del floema tanto del tronco como de las raíces, necrosis que se ha relacionado también con la aparición de un hongo (Ophiostoma coffea ) presente en el xilema (Van Suchtelen, [68]), existiendo por tanto dos factores que habría que tener en cuenta en estudios epidemiológicos.

En un experimento controlado hecho en Guyana (Luoise et al. [38]), se observó la propagación de la enfermedad en una plantación de dos parcelas completamente aisladas una de otra y rodeadas por vegetacin selvática. Pudo determinarse que la enfermedad aparecia en el cultivo cuando este alcanzaba entre cinco y seis años. Lo que no pudo determinarse fue cómo llegó hasta allí el protozoo, si el parásito era especie diferente al encontrado enAsclepias sp. que crece dentro de la plantación o si tal vez entro desde insectos migratorios, que servirían en primera instancia para traer al parásito hasta la plantación; estos hallarían un hemíptero residente para su propagación. Aparentemente la infección comienza por el borde del cultivo (Van Slobbe [66]) y luego se extiende hacia plantas del interior en forma totalmente aleatoria, aunque la mayor densidad de infestación parece ocurrir próxima al sitio de su aparición inicial.

El desarrollo de la afección en el cafeto se presenta en dos formas (Stahel, [60]): una crónica, caracterizada por la aparición de hojas amarillentas, seguida de un ataque gradual a las demas hojas y al final, con apenas pocas hojas jóvenes en el arbusto; esta forma se dá durante todo el año. La otra forma es la aguda que ocurre en la estación seca y produce la muerte rápida del cafeto; en las horas de la mañana la planta parece normal y en las de la tarde toma apariencia de enfermiza con las hojas “caidas”; posiblemente esto tenga que ver con los niveles de agua y con la dificultad para mover nutrientes cuando la concentración del agua es menor.

En la palma africana el parasitismo causa la marchitez sorpresiva que comienza con el amarillamiento de las hojas, con pérdida de cloroplastos y la muerte de las hojas, hasta reducir a la planta. En estas palmas es difícil observar parásitos aunque pueden hallarse en las raices y en el ráquis de la inflorescencia antes que éste se pudra; algunas veces pueden detectarse párasitos en las hojas que están en desarrollo, en el primer estado de la

En ambas situaciones los parásitos se propagan desde el paréquima cortical, zona de la inoculación, hasta el cambium donde producen el crecimiento desordenado de las células del floema, invadiendo nuevos vasos cribosos; el parásito entonces se hace mas pequeño en tanto que en la zona de inoculación aparecen formas amastigóticas; en la última fase de la infección, las fitomonas se adelgazan. 62

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Estos signos se manifiestan en el cafeto cinco a siete meses después de la inoculación y si ello ocurriera en la época seca, se acortaría el tiempo de aparición de los mismos, pudiéndose especular entonces que como respuesta a condiciones desfavorables, las fitomonas se vuelven mas patógena (Vermeulen, [69]).

Stahel (61) consideró a Lincus spp. como probable vector de P. leptovasorum por haberlos encontrado en plantaciones de café en Surinam; y los incriminó también como transmisores de flagelados entre ciertas plantas lactíferas. Un Scelionidae, del género Telenomus sp. parasita los huevos de algunos hemípteros, pudiéndo ser útil, tal vez como control biológico; el control químico, por su parte, ha dado buenos resultados cuando se ha utilizado Endrin (prohibido por su toxicidad) o Lindano (organoclorado con poder de magnificación en la cadena trófico) controlándose el hemíptero vector. Cuando el efecto residual concluye, la planta vuelve a ser colonizada.

Se ha señalado la presencia de esta enfermedad en cafetales de Surinam, Guyana, Brasil, Colombia, y El Salvador (Van Slobbe, [66]). Otras plantas de interés económico, infectadas por Phytomonas sp. son las leguminosas Phaseolus vulgaris y Glicina max (Itow et al. [29]); además, en la yuca (Manihot palmata) donde se han aislado Phytomonas (Aragao [2]). Recientemente estos parásitos se han relacionado con un pobre desarrollo del sistema radicular y la marchitez de Manihot sculenta (Kitajima, Vainstein y Silveira [35]).

En tanto el vector no esté presente, no se propaga la enfermedad (Louis et al. [38]). Stahel (61) sugirió que el transmisor de la necrosis del cafeto podría ser un pentatómido de las raíces; en Surinam, Lincus spathuliger sería un posible vector de la necrosis del café; mientras que el vector en P. vulgaris padría ser Nezara viridula, el cual ha sido colectado sobre esta leguminosa y con flagelos en su tracto digestivo y glándulas salivales (Jankevicus et al. [31]).

Relación planta exótica-vector. La transmisión de Phytomonas spp. tanto en el cafeto como en las palmas, parece estar relacionada con pentatómidos (Griffin [25], De Chenon et al. [13] y De Chenon [12]), aunque no se ha establecido el papel que desempeñan otros hemípteros nocturnos o migratorios. Lincus sp. se especula que juega un papel importante en la propagación intrafloémica de fitomonas en America, siendo L. lethifer el probable vector de la marchitez sorpresiva de la palma africana en El Ecuador (Phthuis et al. [55]). Los pentatómidos viven en las raices y en las axilas de las hojas, congregándose preferentemenrte en la vaina de las hojas, atacando la cara superior de la base del pecíolo y las estípulas que se hallan a lo largo de pecíolo.

Relación entre planta nativa-exótica. En estudios realizados sobre los parásitos de plantas lactíferas (Asclepias y Euphorbia) y palmas de cocotero africana, no se encontraron diferencias en cuanto al tamaño (Cambrony et al. [10]). Cuando en una plantación de cocoteros aparecen abundantes plantas lactíferas invasoras, hace su aparición la enfermedad (Louis et al. [38]), aún cuando no se ha demostrado con exactitud el papel de estas plantas como reservorios. Por el contrario, cuando se ha erradicado del cultivo a las Asclepias, la aparición de flageliasis tarda más tiempo. Sin embargo, cuando se limpia la vegetación que crece en el monocultivo (arbustos y hierbas) aumenta la incidencia de la enfermedad (Van Slobbe [66]). pudiendo suceder que a falta de éstas como fuente de alimentación para los insectos vectores o simplemente fitófagos, estos encuentren como alternativas a las plantas de cultivo, propagando de esta forma la enfermedad. En estos casos podría ser vector inicial el insecto que ataca a las plantas lactíferas, siendo sustituido luego por el vector específico.

En estudios poblacionales se han encontrado hasta un 83% de hemípteros en la base de la hoja superior y su colonización parece estar determinada por la edad del cocotero, tras la acumulación de un ambiente “terrícola” en las vainas de las hojas de la planta, lo que ocurre cuando el cocotero tiene entre 4 ó 5 años; también se han encontrado chinches preferentemente cerca de las flores masculinas, coincidiendo ello con la enfermedad; su agregación parece ser consecuencia de feromonas (Louise et al. [38]). Cuando se ha puesto en contacto un vector infectado con palmas sanas, la enfermedad aparece después de 4 meses (entre 6 y 8 meses), tomando 16 meses para que aparezca infectada el 70 % de las plantas.

Se ha especulado que el parásito encontrado en las asclepias podría ser el mismo hallado en las palmas ya que la distribución de Asclepias curassavica coincide con la distribución del “Hartrot” (Griffith [25]). Su pasaje a través del insecto vector e inoculación en un huésped diferente, podría producir modificaciones o selecciones de formas en el mismo y su paso desde una planta lactífera, podría conducir a la reducción del tamaño del flagelado.

Oncopeltus spp. puede ser un vector accidental; se los ha observado alimentándose en la palma de los cocoteros (Griffith 25), apareciendo signos de la enfermedad 4 - 6 semanas después de haberse observado esta plaga (Holmes [27]). 63

SOLARTE R. Y., MORENO E. A. & SCORZA J. V.

Cultivo de Phytomonas spp.

desarrollo contínuo de Phytomonas sp. de E. pinea a 25 oC, hasta por más de 60 pasajes; se observa que en este medio de cultivo, el 80% de los organismos pierden la forma original retorcida del látex. Vainstein y Roitman (63) han ensayado diversos medios monofásicos para el aislamientos y cultivo de Phytomonas sp., observando crecimiento y multiplicación de los flagelados sólo en el complejo medio de Roitman, añadiéndo fitona (0.5%), para incubarlo a 28 oC y repicarlos a cultivos frescos cada 7 días. Por otra parte, Attias y De Souza (3) y Vaistein y Roitman (64) han aislado y cultivado P. davidi de E. hyssopifolia y P. françai de M. sculenta en medio bifásico derivado del NNN suplementado con el complejo medio de Roitman como fase líquida. Estos últimos añaden KCl al 1 y 2% al medio de Roitman. Los autores brasileños informan crecimiento continuado del parásito hasta más de 20 y 88 pasajes, obteniendo poblaciones de flagelados de 100 millones de parásitos/ml de cultivo.

El cultivo de Phytomonas spp. hasta recientemente constituyó un reto difícil de vencer. Lafont (36) intentó cultivar P. davidi de E. pilulifera en látex, sobre láminas selladas con parafina. Similares esfuerzos fueron haechos por França (21) en Portugal con P. davidi de E. segetalis. Mignone (50) usó agar- sangre humana y logró mantener in vitro a P. elmassiani de E. pilulifera hasta por pocas horas. A juzgar por sus resultados, Franchini (23) parece haber sido el único entre aquellos autores de primera mitad de siglo que desde Italia y utilizando látex- caldo simple (v/v). látex-sangre humana y agar-sangre humana (medio de Nöler) logró cultivar a Phytomonas sp . de E.cereiformis, observando formas muy variadas que tras ser inocucladas a ratones “produjeron infecciones en sangre”. Nieschulz (51) mantuvo hasta por cuatro días P. davidi de E. cereiformis en un medio agar-sangre de caballo y Noguchi y Tilden (52) aislaron y mantuvieron hasta por doce días a Herpetomonas elmassiani (Phytomonas elmassiani) en un medio para Leptospira, después de haber utilizado leche de coco fresca y medio NNN con resultado negativo.

Máquez (40) y Marzochi, Alves y Silva (42) utilizando la formulación de agua de coco verde (C. nucifera) con 2% de hemolizado de sangre desfibrinada de conejo, ajustada a pH 6.2, señalan un exelente resultado para el cultivo de variados Trypanosomatidae, que incluyen a Phytomonas. Recientemente, Riou et al. (56) y Vainstein et al. (65) han caracterizdo Phytomonas sp. mediante medidas de densidad de ADN cinetoplástico y el análisis electrforético de seis de sus enzimas, señalando que el ADN-c y los perfíles isoenzimáticos de las Phytomonas, presentan características bioquímicas que podrían ser utilizados para la sistematización del género Phytomonas. Otros estudioas sobre isoenzimas y tipificación por lectinas podrían constituir, a falta de evidencias epidemiológicas, recursos para la caracterización de especies y poder revisar las relaciones de estos flagelados con otros de similares infecciones heteroxénicas por kinetoplastida.

En Venezuela, Iriarte (28) intentó aislar y cultivar a Phytomonas sp. de E. pilulifera en NNN-caldo nutritivo y medio de Zota, observando la degeneración de los parásitos a las pocas horas. Con látex de Hevea, de Euphorbia sp., de Ficus sp. y leche de coco fresca suplementados con solución salina de Ringer, solución de Locke y solución de Tyrode, Vermelum (69) intentó aislar y mantener en estos medios a P. staheli de C . liberica, C. arabica, C. sterophyla y C. robusta, con resultados siempre negativos. McGhee y Postel (48) aislaron a P. davidi de E . cyathophora en un medio bifásico de agar-sangre de pato y, como fase líquida, añadieron medio de Phillip’s de Cowperthwaite o de Mansour, obteniendo óptimo crecimiento a los cuatro días con hasta 32 x 106 flagelados por ml con este último, aunque los flagelados desaparecieron a los siete días. En otro medio de cultivo constituido por cuñas de agar con sangre de diversos vertebrados (caballo, perro, conejo, pollo, pato y humano) suplementado con el medio de Phillip’s modificado, se intentó aislas a P. staheli de E. quineensis y C. nucifera y tras tres ensayos, se observó en un tubo con agar-sangre de pollo apreciable multiplicación de flagelados que se mantuvieron viables por cuatro días para desaparecer totalmente a los ocho días (McGhee & McGhee [47]).

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Deseamos expresar nuestro agradecimiento a la Srta. Irlanda Márquez por la asistencia secretarial.

CUADRO 1.- MEDIDAS DE Phytomonas spp. DE EUPHORBIACEAE, ASCLEPIADACEAE, RUBIACEAE Y ARACACEAE* . PARASITO Phytomonas davidi Phytomonas elmassiani Phytomonas sp. Phytomonas sp. Phytomonas leptovasorum *

HUESPED Chamaesyce hirta Asclepia curassavica Elaeis guineensis Cocus nucifera Coffea liberica

LONGITUD (µ) 24,00 — 8,00 13,20 — 0,24 20,80 — 3,50 19,90 — 3,00 6,0 — 10,0

ANCHO (µ) 1,40 — 0,00 1,70 — 0,08 0,60 — 0,08 0,50 — 0,00 0,40 —0,60

Tomado de McGhee y McGhee (47) y Stahel (59).

CUADRO 2.- MEDIDAS DE Phytomonas staheli DE COCOTEROS (C. nucifera) AFECTADOS POR LA “HARTROT” * . PAIS SURINAM SURINAM COLOMBIA VENEZUELA *

REFERENCIA PARTHASARATY et al. McGHEE & McGHEE McCOY & LOPEZ BARRETO

LONGITUD (µ) 12,00 ± 15,0 16,9 ± 22,9 15,8 ± 18,8 13,6 ± 17,8

Tomado de Barreto (6). 67

ANCHO (µ) 1,0 ± 2,5 0,5 ± 1,0 1,0 ± 2,5 1,1 ± 2,1

SOLARTE R. Y., MORENO E. A. & SCORZA J. V.

CUADRO 3.- RELACION ENTRE LA LATITUD Y EL PORCENTAJE DE INFECCION EN DIFERENTES PALNTAS DE LA FAMILIA ASCLEPIADACEAE* . LATITUD 25º0’-28º0’ 28º5’-31º0’ 31º0’-31º5’ 32º0’-34º0’ 34º5’-37º0’ 37º5’-39º5’ 40º0’-42º0’ *

PLANTAS OBSERVADAS 542 349 3 730 538 925 1.489

INFECTADAS 88 (14%) 11 (3%) 0 46 (6%) 55 (11%) 83 (9%) 2 (0.1%)

spp. 28 18 12 7 4 5 3

McGhee & Postel (46)

CUADRO 4.- RELACION ENTE EL PORCENTAJE DE POSITIVIDAD Y LA LATITUD DE CADA ESPECIE DE ASCLEPIADACEAE* . ESPECIE Asclepias syriaca A. curassavica Sarcostema clausum A. humistrata A. incornata A. abovata A. tuberosa A. amplexicaluis A. viridiflora A. michanxii A. exaltata Cynanchum leave *

No. POSITIVAS 152 65 23 19 14 10 10 9 7 1 1 1

% 48,7 20,8 7,4 6,1 4,5 3,2 3,2 2,9 2,2 0,3 0,3 0,3

McGhee & Postel (46)

68

LATITUD NORTE 35º0’-41º0’ 26º5’ 25º5’-26º5’ 32º0’ 26º5’ 37º0’ y 39º0’ 31º0’ 33º0’-34º0’ 33º0’-34º0’ 34º0’ 31º0’ 34º5’ 37º5’