ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO

Instituto Tecnológico del Valle de Oaxaca

ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA

INFORME FINAL DE RESIDENCIA PROFESIONAL QUE PRESENTA:

Cesar Camilo Julián Caballero

Como requisito parcial para acreditar la Residencia Profesional de la Licenciatura en:

BIOLOGÍA

Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.

TECNOLÓGICO NACIONAL DE MÉXICO

Instituto Tecnológico del Valle de Oaxaca

ASOCIACIÓN DE Oreochromis niloticus Y Lactuca sativa BAJO DOS SISTEMAS ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA

INFORME FINAL DE RESIDENCIA PROFESIONAL QUE PRESENTA:

Cesar Camilo Julián Caballero

Como requisito parcial para acreditar la Residencia Profesional de la Licenciatura en:

BIOLOGÍA

Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.

El presente informe de residencia profesional titulado: ASOCIACIÓN DE Oreochromis

niloticus

Y

Lactuca

sativa

BAJO

DOS

SISTEMAS

ACUAPÓNICOS EN NAZARENO XOXOCOTLÁN, OAXACA, fue realizado bajo la dirección del comité de asesores indicado, ha sido aprobado por el mismo y aceptado como requisito parcial para acreditar la residencia profesional de la Licenciatura en:

BIOLOGÍA

ASESOR INTERNO: ING. ROMEO CID FLORES

ASESOR EXTERNO: M. C. VÍCTOR MANUEL ORTIZ CRUZ

REVISOR: DR. SALVADOR LOZANO TREJO

REVISORA: M. C. NOHEMÍ VIANNEY VICTORIA VILLA

Ex-Hacienda de Nazareno, Xoxocotlán, Oaxaca. Agosto de 2014.

ÍNDICE GENERAL

ÍNDICE DE CUADROS ÍNDICE DE FIGURAS ÍNDICE DEL ANEXO

………………………………………………………………………… ………………………………………………………………………… …………………………………………………………………………

Página iv vi viii

……………………………………………………….

1

…………………………………………………………… …………………………………………………………… …………………………………………………………… …………………………………………………………… ……………………………………………………………

3 3 3 4 4

…………………………………………………………… …………………………………………………………… ……………………………………………………………

5 5 5

……………………. CAPÍTULO IV. CARACTERIZACIÓN DEL ÁREA ………………………………………………………………… 4.1 Macrolocalización ………………………………………………………………… 4.1.1 Fisiografía ………………………………………………………………… 4.1.2 Clima ………………………………………………………………… 4.1.3 Hidrología ………………………………………………………………… 4.1.4 Edafología ……………………………………………………. 4.1.5 Tipos de vegetación ………………………………………………………………… 4.2 Microlocalización

6 6 7 7 7 8 8 8

………………………………

9

CAPÍTULO I. INTRODUCCIÓN CAPÍTULO II. JUSTIFICACIÓN

2.1 2.2 2.3 2.4

Académica Técnica Socio-Económica Ecológica

CAPÍTULO III. OBJETIVOS 3.1 Objetivo general 3.2 Objetivos específicos

CAPÍTULO V. PROBLEMAS A RESOLVER

………………………….. CAPÍTULO VI. ALCANCES Y LIMITACIONES ………………………………………………………………………….. 6.1 Alcances ………………………………………………………………………….. 6.2 Limitaciones

11 11 12

.CAPÍTULO VII. FUNDAMENTO TEORICO …………………………………………. ………………………………………………………………. 7.1 Definición de acuaponia 7.2 Componentes de la acuaponia ……………………………………………………. 7.2.1 Acuacultura ……………………………………………………………………………. ……………………………………………………………………………. 7.2.2 Hidroponía ……………………. 7.3 Funcionamiento de un sistema acuapónico 7.3.1 Filtros mecánicos ………………………………………………………………….. 7.3.2 Filtros biológicos ………………………………………………………………….. ……………. 7.3.3 Configuración de un sistema acuapónico ……………. 7.4 Funcionamiento del componente hidropónico ……………. 7.4.1 Técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT) …………………………………………….. 7.4.2 Técnica de la balsa flotante 7.5 Especie íctica para el cultivo: Oreochromis niloticus L …….. ……………………………………………………………………… 7.5.1 Clasificación …………………… 7.5.2 Descripción de Oreochromis niloticus ………… 7.6 Especie vegetal para el cultivo: Lactuca sativa L. ……………………………………… 7.6.1 Descripción de Lactuca sativa 7.6.2 Requerimientos climáticos ………………………………………………… ………………… 7.6.3 Etapas fenológicas del cultivo de lechuga

13 13 14 14 15 16 16 16 18 19 20 21 23 23 24 26 26 28 29

CAPÍTULO VIII. PROCEDIMIENTO …………………………………………………… 8.1 Construcción de las camas hidropónicas …………………………. 8.1.1 Cama hidropónica con la técnica NFT …………………………. 8.1.2 Cama hidropónica de la balsa flotante …………………………. 8.2 Siembra de los cultivos …………………………………………………………. 8.2.1 Siembra de Lactuca sativa L …………………………………………. 8.2.2 Infraestructura del cultivo acuícola ……………………………… 8.2.3 Siembra de O. niloticus y alimentación ……………………….. 8.3 Configuración de los sistemas acuapónicos …………………… 8.3.1 Configuración del Sistema I …………………………………………. 8.3.2 Configuración del Sistema II …………………………………………. 8.3.3 Trasplante de Lactuca sativa …………………………………………. 8.3.4 Construcción de los sumideros ……………………………… 8.3.5 Sistema de bombeo .......................................................... 8.4 Muestreos biométricos y de parámetros fisicoquímicos …… 8.4.1 Muestreos biométricos …………………………………………………… 8.4.2 Muestreos de parámetros fisicoquímicos ……………. 8.5 Análisis estadístico ………………………………………………………….

32 32 33 34 34 34 36 37 38 38 41 43 45 46 48 48 53 54

CAPÍTULO IX. RESULTADOS Y DISCUSIÓN …………………………… 7.1 Crecimiento de tilapia (Oreochromis niloticus) ……………………. 7.1.1 Evaluación de los parámetros biológicos ……………………. 7.1.2 Tipo de crecimiento de Oreochromis niloticus ……………… 7.1.3 Alimentación y parámetros de producción ……………………. 7. 2 Crecimiento de lechuga (Lactuca sativa ) ……………………. 7.2.1 Longitud de la hoja ……………………………………………………. ii

55 55 55 57 59 64 64

7.2.2 Longitud de la raíz ……………………………………………………. 7.2.3 Peso fresco foliar ……………………………………………………. 7.2.4. Peso fresco de la raíz ……………………………………………………. 7.2.5 Número de hojas ……………………………………………………. 7.3 Análisis de los parámetros físicos ……………………………………… 7.3.1 Oxígeno disuelto …………………………………………………………….. 7.3.2 Temperatura …………………………………………………………….. 7.3.3 pH …………………………………………………………….. 7.4 Análisis de los parámetros químicos ………………………... 7.4.1 Amoníaco iónico …………………………………………………………….. 7.4.2 Nitritos …………………………………………………………….. 7.4.3 Nitratos ……………………………………………………………..

65 66 67 68 69 69 71 73 75 75 77 78

CAPÍTULO X. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ………… 10.1 Conclusiones ……………………………………………………………….. 10.2 Recomendaciones ………………………………………………………………..

81 81 83

……………………………………………..............

85

…………………………………………….........................

94

CAPÍTULO XI. REFERENCIAS CAPÍTULO XII. ANEXOS

iii

ÍNDICE DE CUADROS

Cuadro

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

Coordenadas del área de estudio…………………………. Bacterias nitrificantes ……………………………………….. Taxonomía de Oreochromis niloticus L. ………………….. Composición química de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca……………………………………. Fases de crecimiento de la lechuga “Crisphead”……....... Evaluación de los parámetros productivos de Oreochromis niloticus…………………............................... Variables de evaluación de Lactuca sativa L. …………… Parámetros biológicos en longitud (cm) de las poblaciones de O. niloticus de los estanques durante 120 días de cultivo ………………...................................... Parámetros biológicos en peso (g) de las poblaciones de tilapias de los estanques durante 120 días de cultivo ………………………………………………………………... ANOVA para la variable longitud (cm) alcanzada en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días ………………………………………………………….. ANOVA para la variable peso (g) alcanzado en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días ……………………………………………………….............. Estimación quincenal de la biomasa de las poblaciones de O. niloticus alimentadas con Api tilapia 1 (Malta Cleyton®) …………………………………………………….. Evaluación de los parámetros productivos de Tilapia durante el período comprendido del 21 de enero a 20 de mayo …………………………………………………………. Biomasa quincenal obtenida a través de los nueve muestreos realizados para O. niloticus …………………...

Página 8 17 24 28 31 50 52

55

56

56

57

59

61 63

15

16

17

18

19

20

Valores de O. D. (mg/L) registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ………………………………………. Valores de Temperatura (°C) registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas ………………………………………. Valores de pH registrados en los sistemas acuapónicos donde: 10 y 16 son las horas, A y B son los estanques de cultivo de O. niloticus, NFT y BF son las técnicas hidropónicas …………………………………………………. Valores de amoniaco iónico (NH4+), expresado en mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos, NFT y Balsa flotante durante 18 semanas …………………………………………………………………. Valores de nitrito (NO2-), expresado en mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas ………………………………………………………………… Valores de nitrato (NO3-), expresado en mg/L, registrados en la entrada y salida de los componentes hidropónicos NFT y Balsa flotante durante 18 semanas …………………………………………………………………

v

70

72

74

76

77

78

ÍNDICE DE FIGURAS

Figura

Página

1

Macrolocalización del área de estudio ………………………..

6

2

Configuración típica de un sistema acuapónico ……………..

19

3

Esquema básico del sistema raíz flotante……………………..

22

4

Adulto de Oreochromis niloticus ………………………………

24

5

Fases de crecimiento de lechuga “crisphead” ……………….

30

6

8

Nivelación del terreno con pisón manual y vivero de investigación …………………………………………………….. Vivero de investigación sin pintura y construcción de la cama ……………………………………………………………… Vivero de investigación terminado y revestido con tela ……..

9

Cama hidropónica de la balsa flotante ………………………..

34

10

Siembra de Lactuca sativa ……………………………………..

35

11

Plántulas germinando del sustrato …………………………….

35

12

Infraestructura del cultivo acuícola …………………………….

36

13

Llenado de los estanques ………………………………………

36

14

Recepción de alevines de Oreochromis niloticus ……………

37

15

Alimentación de Oreochromis niloticus ……………………….

38

16

Filtro mecánico …………………………………………………..

39

17

Filtro biológico ……………………………………………………

40

18

Técnica del flujo laminar de nutrientes ………………………..

41

19

Filtro mecánico del sistema II ………………………………….

41

20

Técnica de la balsa flotante …………………………………….

42

7

32 33 33

21

Vaciado de la balsa flotante ……………………………………

42

22

Trasplante de Lactuca sativa …………………………………..

43

23

Trasplante en la técnica NFT …………………………………..

44

24

Trasplante en la técnica de la balsa flotante …………………

45

25

Construcción de los sumideros ………………………………...

46

26

Localización de los sumideros …………………………………

46

27

Sistema de bombeo ……………………………………………..

47

28

Bomba de ½ HP para reiniciar los sistemas ………………….

47

29

Obtención de la muestra .……………………………………….

48

30

Biometría realizada durante el experimento ………………….

49

31

Biometrías de Lactuca sativa L ………………………………..

32

Evaluación de parámetros físicos ……………………………..

53

33

Evaluación de parámetros químicos …………………………..

54

34

Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de la tilapia (Oreochromis niloticus) en el estanque A ………………………………………………………. Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de la tilapia (Oreochromis niloticus) en el estanque B ………………………………………………………. Consumo de alimento en el estanque A ……………………..

35

36

51

58

58 60 60

37 38

Consumo de alimento en el estanque B ……………………... Longitud de la hoja (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ………………………………………

39

Longitud de la raíz (cm) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ………………………………………

65

40

Peso fresco foliar (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas …………………………………………...

66

41

Peso fresco de la raíz (g) de Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ……………………………………

67

42

Número de hojas presentadas en Lactuca sativa cultivada en las dos técnicas hidropónicas ………………………………

68

vii

64

ÍNDICE DEL ANEXO Anexo 1

Página

5

Fechas de los muestreos biométricos y parámetros fisicoquímicos …………………………………………….. Configuración del sistema I y II ………………………… Evaluación de los parámetros fisicoquímicos ………… Principales materiales para construcción del sistema I y II ………………………………………………………… ANOVA para la variable longitud de la hoja …………..

6 7

ANOVA para la variable longitud de la raíz …………… ANOVA para la variable peso fresco foliar ……………

99

8

ANOVA para la variable número de hojas …………….

99

9 10

ANOVA para la variable peso fresco raíz …………….. ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en los estanques, 10:00 a. m. ……………………………… ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en los estanques, 16:00 p. m. ……………………………… ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en las Técnicas Hidropónicas, 10:00 a. m. ……………….. ANOVA para la variable oxígeno disuelto (mg/L) en las Técnicas Hidropónicas, 16:00 p. m. ……………….. ANOVA para la variable temperatura en los estanques 10:00 a. m. ……………………………………………….. ANOVA para la variable temperatura en los estanques 16:00 p. m. …………………………………... ANOVA para la variable temperatura (°C) en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m. ……………………. ANOVA para la variable temperatura (°C) en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m. ……………………..

100

2 3 4

11 12 13 14 15 16 17

94 95 97 98 99 99

100 100 100 101 101 101 101 102

18 19 20 21 22 23 24 25 26 27

ANOVA para la variable pH en los estanques 10:00 a. m ………………………………………………………………... ANOVA para la variable pH en los estanques 16:00 p. m .……………………………………………………………….. ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 10:00 a. m. …………………………………. ANOVA para la variable pH en las Técnicas hidropónicas 16:00 p. m. …………………………………. ANOVA para la variable NH4+ en la entrada de las técnicas hidropónicas …………………………………….. ANOVA para la variable NH4+ en la salida de las técnicas hidropónicas …………………………………….. ANOVA para la variable NO2- en la entrada de las técnicas hidropónicas …………………………………….. ANOVA para la variable NO2- en la salida de las técnicas hidropónicas …………………………………….. ANOVA para la variable NO3- en la entrada de las técnicas hidropónicas …………………………………….. ANOVA para la variable NO3- en la salida de las técnicas hidropónicas ……………………………………..

ix

102 102 102 103 103 103 103 104 104 104

CAPÍTULO I INTRODUCCIÓN

En México la acuacultura ha adquirido mayor importancia en los últimos años por los beneficios sociales y económicos que genera, ya que se percibe como la actividad que tiene el mayor potencial para enfrentar la demanda creciente de alimento acuático con un elevado valor nutricional (Álvarez et al., 1999).

Sin embargo, una de las principales limitantes de la producción acuícola es la concentración de materia orgánica en los estanques de cultivo, como resultado de las excreciones de los peces, el alimento proporcionado, y otros insumos adicionados, tales como hormonas (Tacon y Forster, 2003), provocando que los efluentes contribuyan al deterioro de los cuerpos hídricos receptores.

Por tal motivo, se plantean diferentes estrategias que contribuyan al no deterioro de los ecosistemas, basándose en sistemas amigables con el ambiente y que además sean sostenibles. Una de estas estrategias que ayudan a proteger los recursos naturales como el suelo y los cuerpos hídricos, es la acuaponia, definida

2 como la combinación de la acuacultura con la hidroponía (Rakocy et al., 2004), es decir, constituye una integración entre un cultivo de peces y uno hidropónico de plantas.

Por esta razón, se planteó este estudio en la granja acuícola de los Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L. ubicada en la población de Jesús Nazareno, Municipio de Santa Cruz Xoxocotlán, Oaxaca. Una de las problemáticas que presentó la sociedad cooperativa fue el inadecuado aprovechamiento del recurso hídrico. Las causas fueron la falta de capacitación técnica y de conocimientos sobre limpieza y reutilización del agua, por tal motivo al integrar un sistema acuapónico se redujo dichos impactos basándose en un sistema amigable con el ambiente y sostenible, protegiendo los recursos naturales como el suelo y los cuerpos de agua.

En donde el objetivo principal fue establecer dos sistemas acuapónicos propuestos por Ramírez et al., (2008) y Rakocy et al., (2006), con dos técnicas hidropónicas diferentes: NFT (Cooper, 1976) y balsa flotante (Urrestarazu, 2000), donde se llevaron a cabo cultivos simultáneos de tilapia (Oreochromis niloticus) y lechuga (Lactuca sativa), para describir el crecimiento de dichas especies durante 120 días y analizar los principales parámetros fisicoquímicos presentes en dichos sistemas como: oxígeno disuelto, temperatura, pH y las concentraciones de amoníaco iónico (NH4+), nitritos (NO2-) y nitratos (NO3-) disueltos en la entrada y salida de los componentes hidropónicos.

CAPÍTULO II JUSTIFICACIÓN

2.1 Académica

Una de las mayores problemáticas para el aprendizaje de las ciencias es la falta de experimentación vivencial, es decir, una herramienta educativa que permita que las materias como Zoología, Botánica, Microbiología, Química y Matemáticas se complementen entre sí, en un modelo experimental, es por ello que la acuaponia puede ser un modelo que une diferentes áreas que conforman el plan de estudios de la Licenciatura en Biología.

2.2 Técnica

Las técnicas de acuaponia surgen de los avances tecnológicos como una mejora de los sistemas acuícolas y la búsqueda de reducir los efectos contaminantes de las aguas de desecho de la acuacultura. Según Ulloa et al., (2005), es una tecnología que puede definirse como un sistema de producción de alimentos que incorpora peces y plantas en un diseño basado en la recirculación de agua.

4 2.3 Socio-económica

Adler et al. (2000), explican que los tratamientos convencionales de las descargas de la acuacultura, representa un costo adicional significativo y con la acuaponia se utiliza el desecho que es rico en nutrientes, en sistemas de recirculación en una forma más económica y rentable. Por otro lado, este modelo sirve para una producción sostenible de alimentos, que de acuerdo con los principios de reutilización de aguas residuales (efluentes), la integración de sistemas acuícolaagrícola resulta en un policultivo que incrementa la diversidad y producción final, y la posibilidad de obtener productos con importantes impactos socioeconómicos a nivel local (Diver, 2006).

2.4 Ecológica

La acuaponia es una forma que permite reducir el impacto ambiental al aprovechar los efluentes generados por la acuacultura y reutilizar el agua de los componentes acuáticos, por otro lado es una alternativa ideal para solucionar el problema de los acuacultores para deshacerse del agua cargada de nitrógeno y, asimismo, contribuye a la solución del problema de los agricultores en la obtención de nitrógeno para sus plantas (Mateus, 2009).

5

CAPÍTULO III OBJETIVOS

3.1 Objetivo general

Evaluar dos sistemas acuapónicos con las especies Oreochromis niloticus y Lactuca sativa en la granja Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno.

3.2 Objetivos específicos

Establecer dos sistemas acuapónicos, con técnicas hidropónicas diferentes: NFT y Balsa flotante, con cultivos simultáneos de O. niloticus y L. sativa.

Estimar la eficiencia del crecimiento del cultivo de O. niloticus y L. sativa en los sistemas acuapónicos en un período de 120 días.

Analizar los parámetros fisicoquímicos como: oxígeno disuelto, temperatura, pH así como los niveles de concentración de amoníaco iónico (NH4+), nitritos (NO2-) y nitratos (NO3-), en la entrada y salida de los componentes hidropónicos.

6

CAPÍTULO IV CARACTERIZACIÓN DEL AREA

4.1 Macrolocalización

El presente estudio se realizó en la granja acuícola propiedad de los Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L., ubicada en la población de Nazareno Xoxocotlán, municipio de Santa Cruz Xoxocotlán (Figura 1), a 15 km de la ciudad capital, formando parte del Distrito Centro de la Región de los Valles Centrales e integra también a la Zona Metropolitana de la Ciudad de Oaxaca (INEGI, 1997).

Figura 1. Macrolocalización del área de estudio (Tomado de SIAP, 2012).

7 4.1.1 Fisiografía

El municipio de Santa Cruz Xoxocotlán forma parte de la provincia XII correspondiente a la Sierra Madre del Sur, dentro de la subprovincia de las Sierras y Valles de Oaxaca, por lo que el sistema de topoformas se clasifica como Valle, el cual cubre al 100% la superficie del municipio (INEGI, 1997).

4.1.2 Clima

El clima es de tipo semi-seco con lluvia en Verano (BS 1h), con una temperatura promedio anual de 20.4°C, la temperatura mínima promedio es de 19.5°C de noviembre a febrero y la máxima de 20.9°C en abril y mayo. Las precipitaciones en promedio son de 708.2 mm, en donde para el año más seco se alcanzan 459.5 mm y el año mas lluvioso 978.6 mm; presentándose la temporada de mayor lluvia en los meses de junio a septiembre con precipitaciones mensuales entre 100 y 160 mm (INEGI, 2001).

4.1.3 Hidrología

La población de Nazareno tiene un único afluente el río Nazareno. Este río tiene una dirección SW-NE y NE-SW, donde su elevación máxima es de 2276 msnm y mínima de 2776 msnm y mínima de 1498 msnm y una longitud aproximada de 30 km, con pendiente de 4.3%, un tiempo de concentración de 178.45 minutos, un coeficiente escurrimiento de 0.5% (SIAP, 2012).

8 4.1.4 Edafología

Los tipos de suelo que existen en el municipio de Santa Cruz Xoxocotlán son: Vertisol pélico de textura arcillosa, de color negro o gris. Otros tipos de suelos que existen en menores proporciones son: Acrisol férrico, Luvisol crómico y Luvisol pélico (INEGI, 2005).

4.1.5 Tipos de vegetación

Actualmente, la vegetación dominante es de tipo xerófita, asociada al chaparral, principalmente guamúchil (Pithecellobium dulce), mezquites (Prosopis spp.), cactáceas, agaves y pastos. Las áreas arboladas principalmente pinos (Pinus sp.), encinos (Quercus sp.) y cubiertas con carrizo (Phragmites australis), son cada vez más escasas (op. cit.)

4.2 Microlocalización

El trabajo se llevó a cabo en la granja acuícola, ubicada en las coordenadas que se muestran en el Cuadro 1.

Cuadro 1. Coordenadas del área de estudio. Fuente: Google, 2013. Coordenadas geográficas Latitud norte 17° 1'6.41" Longitud oeste 96°45'20.87"

9

CAPÍTULO V PROBLEMAS A RESOLVER

El desarrollo de la acuacultura a nivel nacional se ha incrementado significativamente en los últimos años debido a la demanda de productos, con alto valor nutritivo. Sin embargo, el crecimiento acelerado de este sector ha desencadenado una fuerte competencia por los recursos naturales (tierra y agua) y por consiguiente en un incremento en el impacto ambiental (Dediu et al., 2012), debido a la gran cantidad de desechos descargados en los cuerpos de agua (Tacon y Forster, 2003), que deterioran la calidad del agua dentro del sistema de producción (Endut et al., 2010).

El problema central que se planteó resolver en granja piscícola fue el aprovechamiento y manejo inadecuado del recurso hídrico. Tales como: a) falta de tecnología sustentable para el aprovechamiento del agua en el sistema acuícola, b) falta de capacitación técnica a los productores para el buen funcionamiento del sistema recirculante que evite la perdida de agua, contaminación e ineficiencia productiva, y c) falta de conocimientos en la empresa. Por lo que las consecuencias en la sociedad cooperativa son las siguientes:

10 a) pérdida de una gran cantidad de agua ya que no es reutilizada, sumado al alto costo en el traslado del recurso hídrico para depositarlo en los estanques, llegándose a perder recursos económicos disminuyendo la rentabilidad de la empresa y b) contaminación del medio donde se encuentra la granja.

Por lo antes expuesto se plantean los siguientes cuestionamientos de investigación: i)

¿Es posible generar una tecnología sustentable para el manejo eficiente del agua en la granja acuícola propiedad de la empresa Productores Piscícolas y Agropecuarios el Nazareno S.C de R.L.?

ii) ¿Sí la acuaponia es una solución al problema y ofrece ventajas productivas para peces y plantas? iii) ¿Es posible lograr el crecimiento simultáneo de tilapia y lechuga mediante dos sistemas acuapónicos?

Para responder a estos cuestionamientos se plantearon los siguientes objetivos: a) establecer la asociación de O. niloticus y L. sativa bajo dos sistemas acuapónicos con técnicas diferentes, b) estimar el crecimiento de dichas especies inmersas en ellos y c) determinar qué modelo podría servir como prototipo en futuros experimentos. Por otro lado, los sistemas acuapónicos sirvieron como modelos experimentales de producción para la sociedad cooperativa, mejorando el sistema acuícola que presentaban y reduciendo los efectos de las aguas de desecho de la acuacultura, haciendo un mejor uso de los recursos naturales.

11

CAPÍTULO VI ALCANCES Y LIMITACIONES

6.1 Alcances

Al realizar este proyecto de residencia profesional, se genera una referencia para trabajos posteriores en esta área de conocimientos para el estado de Oaxaca, que pueden contribuir al mejoramiento de las unidades acuícolas para optimizar el uso de insumos y reducir el impacto ambiental que generan.

Por otro lado, este trabajo permitió evaluar el crecimiento simultaneó de O. niloticus y L. sativa, con lo cual se demostró la eficiencia de cada uno de los sistemas. También, se experimentó, el componente hidropónico mas conveniente para implementarlo en próximos trabajos, aunque los dos NFT y Balsa Flotante reducen el trabajo de todo el ciclo del cultivo y en cada una de las actividades comparado con los sistemas de producción convencional en cuanto a L. sativa se refiere. Además, las actividades realizadas se presentan de manera práctica que sirvan como referencia para su posterior implementación, puesto que no existe suficiente metodología detallada que permita un establecimiento adecuado.

12 Cabe señalar que en México esta actividad se encuentra en pleno crecimiento y falta más por experimentar, sin embargo, este trabajo es uno de los primeros en llevarse a cabo en la región de los Valles Centrales de Oaxaca.

6.2. Limitaciones

La residencia profesional muchas veces se realiza en períodos del año donde no coincide con las condiciones ambientales favorables para realizar estudios específicos de muchas especies, por lo que se refleja en los resultados obtenidos. Tal es el caso de O. niloticus, la cual no es recomendable sembrarla en los meses de invierno (diciembre, enero y febrero) debido a las bajas temperaturas, ya que la temperatura del agua influye en la tasa metabólica y por consecuencia en el crecimiento y sobrevivencia (Lagler et al., 1984); mientras que para L. sativa, la intensidad luminosa y duración de la luminosidad pueden llegar a ser factores limitantes en los meses de noviembre a febrero, ya que el crecimiento disminuye su velocidad y aumenta el período de acogollado (proceso donde las hojas nuevas se forman continuamente y llenan el interior). Además en régimen de baja iluminación, los nitratos (NO3-) se acumulan en las hojas, consiguiendo trastornos fisiológicos (García, 2013).

13

CAPÍTULO VII FUNDAMENTO TEÓRICO

7.1. Definición de acuaponia

Se define como la combinación de un sistema de acuacultura recirculante, con hidroponía (Rakocy, 2007). Definiendo acuacultura como diferentes estrategias por las cuales se realizan cultivos de organismos acuáticos en ambientes controlados e hidroponía como una forma de cultivo de plantas sin utilizar el suelo (Ramírez et al., 2008).

De acuerdo a Adler et al., (2000), la acuaponia tiene algunos principios básicos: 

Los productos de desecho de un sistema biológico sirven, como nutrientes para un segundo sistema biológico.



La integración de peces y plantas, resulta en un policultivo que incrementa la diversidad y la producción de múltiples productos.



El agua es reutilizada a través de filtración biológica y la recirculación.



La producción local de alimentos provee acceso a abastecimientos más saludables e incrementa la economía local.

14 Representa un sistema en el cual los desechos orgánicos generados por cualquier organismo acuático (quienes pueden ser peces, camarones u otros) son convertidos a través de la acción bacteriana, en nitratos, que sirven como fuente de alimento para las plantas. Estas, a su vez, al tomar estos nitratos, realizan una acción de limpieza del agua para los peces, actuando como filtro biológico (Parker, 2002; Ramírez et al., 2008).

Por ser una mezcla de cultivos (plantas y peces) intensivo y altamente productivo, se deben mantener unas condiciones rigurosas que permitan la unión de las tres diferentes especies en el sistema (Rakocy, 2006). Por lo que todo sistema acuícola se deben considerar los parámetros fisicoquímicos del agua (T°, pH, amoniaco-amonio, nitritos-nitratos, turbidez, oxígeno, etc.), ya que ellos determinan la calidad de la misma y con ello se establece la viabilidad de los cultivos (Ortiz, 2007).

7.2 Componentes de la acuaponia

7.2.1 Acuacultura

Se define como el cultivo de organismos acuáticos, incluyendo peces, moluscos, insectos, crustáceos y plantas acuáticas. La actividad de cultivo implica la intervención del hombre en el proceso de cría para aumentar la producción en operaciones como siembra, alimentación y protección de

15 depredadores; y presupone que los individuos o asociaciones que la ejercen son propietarios de la población bajo cultivo (FAO, 1989).

Los sistemas productivos en acuacultura pueden ser extensivos o intensivos, dependiendo de la densidad de siembra, que se traduce en cuantos peces por m2 se crían. Entre los sistemas intensivos se mencionan los sistemas acuícola de reúso y los sistemas de recirculación. En los sistemas de reúso, el agua pasa de un estanque a otro, se mueve en una sola dirección, y nunca regresa al mismo estanque dos veces (Losordo y Timmons, 1994).

La acuacultura de recirculación es un sistema en el cual el agua fluye desde los estanque de cultivos a los sistemas de tratamientos (filtración), para luego regresar nuevamente a los estanques de cultivo (op. cit.), requiere menos del 10% de agua comparado con los proyectos de acuacultura extensivas y de reúso (Timmons et al., 2002).

7.2.2 Hidroponía

La palabra Hidroponía se deriva del griego Hydro (agua) y Ponos (labor o trabajo), lo cual significa literalmente, trabajo en el agua. La hidroponía, en términos estrictos, es una técnica que permite producir plantas sin emplear suelo. Con una interpretación menos estricta, se puede aplicar a sistemas que emplean sustratos inertes, porqué éstos no interfieren ni aportan elementos

16 nutritivos a la planta, más bien actúan como soporte y contenedor de las soluciones nutritivas (Canovas,1993).

7.3 Funcionamiento de un Sistema Acuapónico

Un sistema de recirculación por acuacultura implica utilizar pequeños espacios para lograr altas producciones, a través de la aplicación de tecnologías de tratamiento del agua. Existe una gran cantidad de filtros utilizados en acuaponia, los mecánicos (remoción de sólidos) y los biológicos, también llamados biofiltros (Rakocy et al., 2004).

7.3.1 Filtros mecánicos

Según Lennard (2004), el filtro mecánico constituye la parte fundamental del sistema acuapónico, ya que se destina a eliminar todas las partículas sólidas en suspensión que existan en el sistema, ya que al quedarse, taparían cualquier otro filtro que se intente colocar, y en un corto plazo, se interrumpiría el correcto funcionamiento del sistema (Lennard, 2004).

7.3.2 Filtros biológicos

A partir de ellos, se obtienen sustancias menos tóxicas que puedan permanecer en el sistema. Este proceso, se lleva a cabo por medio de bacterias que crecen

17 sobre el filtro, en presencia de los desechos metabólicos, estas bacterias, requieren de una superficie de contacto donde alojarse (Parker, 2002). En el Cuadro 2, se presentan, las bacterias nitrificantes.

Cuadro 2. Bacterias nitrificantes. Fuente: George, 2012. Género

Morfología

Especies

+ NH4

Oxidan (Grupo Nitroso) Nitrosomonas Bacilos rectos

N. europaea

Nitrosospira

Espirilos

N. briensis

Nitrosococcus

Cocos

N. nitrosus

Nitrosolobus

Irregulares

N. multiformis

Oxidan

NO2 (Grupo

Nitro)

Nitrobacter

Bacilos rectos

N. winogradskyi

Nitrospina

Bacilos rectos (a veces extremos en punta) Cocos

N. gracilis

Nitrococcus

N. mobilis

Según Walsh (1998), la biofiltración cumple dos objetivos en el sistema acuapónico, que derivan de la nitrificación. El primero transforma el nitrógeno amoniacal (NAT) excretado por los peces, en un compuesto menos tóxico para ellos y el segundo, la obtención de un compuesto asimilable por las plantas (NO3-). Este componente inorgánico es el menos tóxico nitrogenado (hasta 300 mg/L, según la especie de pez a cultivar) y constituye la forma de nitrógeno asimilada por las plantas (Parker, 2002).

La fuente de nutrientes en los sistemas de acuaponia son los desechos metabólicos (metabolitos) generados por los peces al alimentarse, ya que solo

18 un 35 a 40 % del alimento consumido es asimilado y transformado en carne, mientras que el resto (60 - 65 %) se excreta hacia la columna de agua (Chapell et al., 2008).

Estos desechos metabólicos, a su vez, son transformados por las bacterias presentes en los filtros biológicos. Así, la cantidad de nutrientes que un sistema genere, estará directamente relacionado con la cantidad de alimento que ingieran los peces (Rakocy, 2007).

En resumen, un filtro biológico es una estructura que posee en muy poco lugar, una gran superficie de contacto, donde con el tiempo, se alojan las bacterias necesarias para la filtración. Más allá de la filtración que pueda existir en un sistema de recirculación, es necesaria una mínima renovación de agua en el mismo (5% - 10%), con la finalidad de mantener los parámetros fisicoquímicos en niveles tolerables para los peces (Walsh, 1998).

7.3.3 Configuración de un sistema acuapónico

Los sistemas acuapónicos, poseen muchas variaciones y niveles de tecnificación dependiendo de las necesidades para las cuales haya sido establecido, así como también existe gran variedad de plantas y organismos acuáticos que pueden ser cultivados en este sistema, en el cual se incluyen a los peces tanto de consumo como ornamentales, entre los primeros, se destaca

19 a la tilapia (O. niloticus) como el organismo que más se ha trabajado, debido a su aceptación comercial y a su amplio rango de tolerancia a diversas condiciones ambientales (Rakocy et al., 2006).

Manteniendo los fundamentos generales descritos con anterioridad, un sistema acuapónico puede funcionar de diferentes formas según su configuración. No obstante existe cierta generalidad para el diseño que se aplica a cualquier sistema (Figura 2).

Figura 2. Configuración típica de un sistema acuapónico. Los componentes encerrados con línea punteada pueden ser construidos en un único sistema combinado (Tomado de Rakocy et al., 2006).

7.4 Funcionamiento del componente hidropónico

Un cultivo hidropónico es un cultivo vegetal en el que no se emplea suelo, empleando diferentes técnicas para fijación de las plantas, en donde las raíces se mantienen en contacto con una solución nutritiva que favorece su

20 crecimiento. Los nutrientes presentes en el agua son absorbidos por ellas a medida que crecen, incorporándose nuevamente a la solución. Estas técnicas permite lograr mejores rendimientos por unidad de área, en comparación con los cultivos en tierra (Diver, 2006).

Existen tres sistemas de cultivos estrictamente hidropónicos (Diver, 2006): A) técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT por su nombre en inglés, “Nutrient Film Technique”), B) lecho de sustrato y C) balsas flotantes o piletas profundas.

7.4.1 Técnica de flujo laminar de nutrientes (NFT)

A) El sistema NFT es una técnica de cultivo en agua en la cual, las plantas crecen teniendo su sistema radicular dentro de una lámina de plástico, a través de la cual circula continuamente la solución de nutrientes (Resh, 1997).

Es un sistema de cultivo sin suelo que no utiliza sustrato, cultivándose solamente en agua y se basa en la manutención de una delgada lamina o capa de disolución nutritiva que continuamente esta en circulación, pasando a través de las raíces de la plantas. De esta forma, las plantas absorben agua, nutrientes y oxígeno (Urrestarazu, 2000).

Existen diversas modalidades de sistema NFT, sin embargo, todos ellos se conforman de los siguientes elementos (Carrasco e Izquierdo, 1996).

21 

Estanque colector



Canales de cultivo



Bomba



Red de distribución



Tubería colectora

Según Alpizar (2004), estos sistemas son interesantes, desde el punto de vista espacial, ya que hace correr una película de solución nutritiva muy fina a lo largo de un canal de cultivo, lo que permite agrupar plantas y obtener rendimientos altos por unidad de superficie. Las plantas son contenidas en algún recipiente plástico ranurado o similar suspendido sobre el canal, permitiendo que sus raíces alcancen el nivel del agua. Este sistema es muy utilizado para plantas pequeñas (lechugas, perejil, albahaca, etc.) que no necesitan gran sostén.

7.4.2 Técnica de la balsa flotante

B) Fue desarrollado como un prototipo por el Dr. Merle Jensen, del Environmental Research Laboratory (ERL), de la Universidad de Arizona (Tucson), en el período de 1981-1982. Este sistema consiste en bancadas relativamente profundas (15-20 cm) que contienen un gran volumen de solución nutritiva, con una circulación de 2 a 3 L por minuto. Sus dimensiones son de unos 60 cm de ancho por 20 cm de profundidad y 30 m de longitud (Resh, 1997).

22 Flotando sobre esta, se coloca una plancha de poliestireno expandido (unicel), el cual es un material plástico celular y rígido con un espesor de (4-5 cm), en la que se efectúan perforaciones donde se colocan las plántulas (Figura 3), sostenidas por vasos plásticos (Urrestarazu, 2000).

El éxito de esta técnica se basa en la obscuridad de las raíces, soporte de las plantas, como también una buena oxigenación de la solución nutritiva, mediante burbujeo de manera continua, donde puede ser proporcionado en forma manual o mecánica (Alvarado et al., 2001; Urrestarazu 2004).

El sistema hidropónico flotante según el modelo planteado por Jensen y Collins (1985) son: Placas de poliestireno (unicel), perforaciones, espuma plástica y solución nutritiva.

Figura 3. Esquema básico del sistema raíz flotante. A) Visión general y B) Sección transversal (Tomado de Urrestarazu, 2004).

23 7.5 Especie íctica para el cultivo: Oreochromis niloticus

Las tilapias son dividas comúnmente en tres grupos taxonómicos (géneros) Oreochromis, Tilapia y Sarotherodon (Trewavas, 1983). Las tilapias son endémicas de África, Jordania e Israel, se conocen más de 70 especies de tilapias. Sin embargo, son relativamente pocas las especies con importancia comercial, e inclusive son menos las que cuentan con importancia trascendente en la acuacultura. Las especies de mayor importancia económica para la acuacultura son del género Oreochromis, (Watanebe et al., 2002) incluyendo: O. niloticus ó tilapia del Nilo, O. mossambicus ó tilapia mozambique, O. aureus y O. urolepis hornorum ó tilapia azul.

México tiene un gran potencial para el cultivo de estos peces, ya que por su posición geográfica cuenta con los recursos hidrológicos y los climas tropicales y subtropicales idóneos, además de su ubicación en el mercado con respecto a países del norte (Castillo, 2001).

7.5.1 Clasificación

Nelson (2006), menciona que las especies del género Oreochromis pertenecen a la familia Cichlidae, orden Perciformes, clase Actinopterygii y son las de mayor aceptación en el cultivo comercial (Cuadro 3).

24 Cuadro 3. Taxonomía de Oreochromis niloticus. Fuente: Nelson, 2006. Phyllum

Chordata

Subphylum Vertebrata Clase

Actinopterygii

División

Teleostei

Orden

Perciformes

Suborden

Labroidei

Familia

Cichlidae

Género

Oreochromis (Günther, 1889)

Especie

Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758)

7.5.2 Descripción de Oreochromis niloticus (Linnaeus, 1758)

Morales (2003), describe a O. niloticus, como una tilapia plateada: presenta un solo orificio nasal a cada lado de la cabeza, el cuerpo generalmente es comprimido, corto, a menudo discoidal y en ciertos casos alargado, la cabeza del macho siempre es mayor al de la hembra (Figura 4).

Figura 4. Adulto de Oreochromis niloticus. Fuente: Elaboración propia.

25 La boca es ancha y protráctil, bordeada por labios gruesos de color negro. La mandíbula tiene de 3 a 4 hileras de dientes robustos y gruesos. Presenta membranas unidas por 5 a 6 branquióstegos y 19 a 22 branquispinas en el arco inferior del primer arco branquial (Morales, 2003).

Presenta una aleta caudal con franjas negras delgadas y verticales; el margen superior de la aleta dorsal es negra o gris, y en machos, durante la reproducción, la superficie del cuerpo y las aletas anal, dorsal y pélvica son negras, poseen escamas del tipo cicloidea, de 31 a 33 escamas en una serie longitudinal, el número de las vértebras aumentan según la edad y pueden ser de 8 a 40 (op. cit.).

Las especies de tilapia (Oreochromis spp.) presentan características que les permiten desarrollarse en diversas condiciones climáticas, ya que son especies euritérmicas con un intervalo de tolerancia de 12 a 42°C, además pueden vivir en aguas dulces, salobres y marinas por lo que se les considera especies eurihalinas (Arredondo y Lozano, 2003).

Según Lovell (1989), soporta bajas concentraciones de oxígeno, lo cual se debe a la capacidad de su sangre para saturarse de oxígeno, aún a baja presión parcial de este gas, aproximadamente 1 mg/L, e incluso en períodos cortos con valores menores. A menor concentración de oxígeno el consumo de alimento se

26 reduce, por consiguiente el crecimiento de los peces. Lo más conveniente son valores mayores de 2 ó 3 mg/L, particularmente en ausencia de luz.

Así mismo, tienen la facultad de reducir su consumo de oxígeno cuando la concentración en el medio es baja (inferior a 3 mg/L). Finalmente, cuando ésta concentración disminuye aún más, su metabolismo se vuelve anaeróbico (Aguilera y Noriega, 1985). Crecen en un amplio intervalo de pH (de 5 a 11) y toleran concentraciones de amoniaco desionizado de 2.4 mg/L (Lovell, 1989).

Se conoce que el crecimiento de O. niloticus es de tipo isométrico, en el cual los organismos presentan un crecimiento proporcional entre la talla y peso (Flores, 2006) y (Beltrán et al., 2009). Las condiciones óptimas de temperatura para que se lleve a cabo el crecimiento rápido fluctúa entre los 28 y 29°C, aunque también pueden crecer con temperatura entre 20 y 27°C (Morales, 1988).

7.6 Especie vegetal para el cultivo: Lactuca sativa L.

7.6.1 Descripción de Lactuca sativa L.

Según la escuela de origen monofilético, la familia Compositae se modifica y pasa a ser Chicoriaceae, que incluye entre otros a Cichorium intybus (radicheta), Cichorium endivia (escarola) y a Lactuca sativa (Delanova, 1976). Otra clasificación sistemática de esta especie es propuesta por Heywood, 1985.

27 El autor divide a la familia Compuestas o Asteraceas en dos subfamilias y 17 tribus; perteneciendo a la subfamilia Lactucoideas y a la tribu Lactuceas.

Taxonomía Reino: Plantae Subreino: Embryobionta División: Magnoliophyta Clase: Magnoliopsida Subclase: Asteridae Orden: Asterales Familia: Asteraceae Género: Lactuca (Linnaeus, 1757) Especie: Lactuca sativa L.

Es una planta herbácea, anual y bianual, que cuando se encuentra en su etapa juvenil contiene en sus tejidos un jugo lechoso de látex, cuya cantidad disminuye con la edad de la planta (Malca, 2001).

Según Malca (2001), menciona que las hojas son lisas, sin pecíolos (sésiles), arrosetadas,

ovales,

gruesas,

enteras

y

las

hojas

caulinares

son

semiamplexicaules, alternas, auriculado abrazadoras; el extremo puede ser redondo rizado. Su color va del verde amarillo hasta el morado claro, dependiendo del tipo de cultivar. El tallo es pequeño y no se ramifica. La inflorescencia está constituida de grupos de 15 a 25 flores, ramificadas y son de

28 de color amarillo. Las semillas son largas (4-5 mm), su color generalmente es blanco crema, aunque también las hay pardas y castañas; El fruto de la lechuga es un aquenio, seco y oblongo (INFOAGRO, 2002).

Hay aproximadamente 800 semillas por gramo en la mayoría de las variedades de lechuga y se puede adquirir como semillas propiamente dichas o como semillas peletizadas (Malca, 2001). En el Cuadro 4, se presenta el valor nutricional de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca.

Cuadro 4. Composición química de la lechuga por cada 100 gramos de materia seca. Fuente: Dirección de ciencia y tecnología agropecuaria, 2000. DESCRIPCIÓN Carbohidratos (g) Proteínas (g) Grasas (g) Calcio (g)

CANTIDAD 20.1 8.4 1.3 0.4

Fósforo (mg) Vitamina C (mg) Hierro (mg) Niacina (mg) Riboflavina (mg)

138.9 125.7 7.5 1.3 0.6

Tiamina (mg) Vitamina A (U.I.)

0.3 1155

Calorías (cal)

18

7. 6. 2 Requerimientos climáticos

La lechuga es una planta anual que bajo condiciones de fotoperiodo largo (más de 12 horas/luz) acompañado de altas temperaturas (más de 26°C). En cuanto

29 a la intensidad, mencionan que estas plantas exigen mucha luz, algunos autores han comprobado que la escasez de esta provoca que las hojas sean delgadas y que en múltiples ocasiones las cabezas se suelten. Es recomendable considerar este factor para una densidad de población adecuada y para evitar el sombreado de plantas entre sí (Alvarado et al., 2001).

Las temperaturas óptimas para el crecimiento y desarrollo de L. sativa son de 18 a 23°C durante el día y de 7 a 15°C durante la noche, como temperatura máxima se pueden considerar los 30°C y como mínima puede soportar temperaturas de hasta 6°C (Jaques y Hernández, 2005).

7. 6. 3 Etapas fenológicas del cultivo de lechuga

Es de ciclo corto, (alrededor de 45 días). Durante los primeros días, las semillas se desarrollan mejor en condiciones de iluminación constante con una temperatura, humedad relativa, dióxido de carbono e irrigación controlados (Lee y Escobar, 2000).

Pasan por tres fases de crecimiento: desarrollo, un período de roseta y formación de cogollo (Cuadro 5). El desarrollo dura desde la germinación hasta el aclareo o trasplante. Las temperaturas óptimas para la germinación varían de 20 a 25°C; inhibiéndose a temperaturas que exceden de 30°C. La emergencia tiene lugar normalmente de 3-7 días después de la siembra.

30 En la fase de roseta, se forman continuamente nuevas hojas en el punto de crecimiento del tallo relativamente corto, que raramente excede de 10 cm en la lechuga acogollada. Las hojas de esta lechuga tienen peciolos cortos y se expanden normalmente durante el primer crecimiento. Cuando las nuevas hojas se forman y expanden, la curvatura aumenta formando un cogollo sólido y maduro (Figura 5).

Figura 5. Fases de crecimiento de lechuga “crisphead” (Tomado de Davis et al., 2002).

En la fase inicial o vegetativa, la planta presenta un tallo comprimido en el cual se ubican las hojas muy próximas entre sí, generando el hábito de roseta típico de la familia. Cuando la lechuga entra en su fase reproductiva emite el tallo floral, que alcanza una altura de hasta 1.2 m (Carrasco e Izquierdo, 1996).

31 Cuadro 5. Fases de crecimiento de la lechuga “Crisphead”. Fuente: Davis et al., 2002. FASE Germinación Cotiledón Aumento de las hojas verdaderas Roseta Formación de cogollo Madurez

Sobremadurez Formación del tallo de las semillas Floración

Producción de semillas

OBSERVACIONES La radícula emerge de la semillas Los cotiledones emergen y se expanden Las hojas emergen y se expanden poco a poco Hoja con estructura aplanada o erguida Comienza cuando emerge una hoja curvada y se expande. Hojas sucesivas hasta que son completamente envueltas por las hojas exteriores. Se ha desarrollado un número suficiente de hoja en el interior de modo que se forma un cogollo esférico cada vez mas firme. Requiere 60-120 días dependiendo de la estación. La hoja del cogollo continúa expandiéndose hasta que se forman grietas por la presión. El punto de crecimiento se alarga y emerge a través de la parte superior del cogollo. Se inicia con la información de la yema terminal y la apertura de la flor. Continúa formándose nuevas flores diariamente durante 50-70 días. Empieza con la flor terminal, el involucro se seca y abre en unos 12-14 días.

La lechuga es el segundo cultivo más producido a nivel hidropónico después del tomate. En las técnicas hidropónicas (ya sea nutrient film technique, balsa flotante y otras) resulta muy económico y seguro producir lechugas (L. sativa), ya que se puede aprovechar recursos como el agua y fertilizantes. Además que es mucho más fácil poder controlar y evitar las plagas y los ataques de insectos en estas técnicas hidropónicas (Alpizar, 2008).

32

CAPÍTULO VIII PROCEDIMIENTO

El presente trabajo se dividió en seis fases, que se presentan a continuación.

8.1 Construcción de las camas hidropónicas

Para la construcción, se dispuso de un área de 38.5 m2. Se diseñó un vivero con la siguiente dimensión: 12.5 m2 (Figura 6), cuyas características fueron de 6 polines de 1.80 m de altura, mas 30 cm bajo el suelo, 3 polines travesaños de 2.50 m de largo y 6 duelas de 2.50 m de largo.

Figura. 6. Nivelación del terreno con pisón manual y vivero de investigación

33 8.1.1 Cama hidropónica con la técnica NFT

Esta se construyó con triplay de 2.97 m2, que se colocó sobre cuatro postes y dos travesaños que sirvieron de soporte con una inclinación de 5.24% (Figura 7).

Figura 7. Vivero de investigación sin pintura y construcción de la cama. En un extremo se encuentran localizados los dos postes de mayor altura (120 cm) y en otro extremo, los postes son de 105 cm, que permite crear un ángulo de inclinación de 3°. Estos postes están unidos mediante dos polines que le sirven de travesaño y son de: 2.44 m que hacen posible el arreglo de cama. A continuación, se colocó tela negra para recubrir el vivero con la técnica NFT así como para la balsa flotante (Figura 8).

Figura 8. Vivero de investigación terminado y revestido con tela.

34 8.1.2 Cama hidropónica de la balsa flotante

Estuvo constituida por un cajón de madera (Figura 9), y las partes que la integraron fueron: una placa de triplay de una dimensión de 2.45 m x 82 cm, dos duelas de 2.44 m x 22 cm y para unir los bordes, dos tablas de 81 cm x 22 cm y al termino del mismo se excavó en un polígono de 2.50 m x 90 cm con 25 cm de profundidad, para posteriormente instalar el cajón.

En seguida se forró con geomembrana para generar una gran cantidad de superficie de contacto para la fijación de bacterias, de tal forma que no se requirió la utilización del filtro biológico (Rakocy et al., 2004) (Figura 9).

Figura 9. Cama hidropónica de la balsa flotante. A) Cajón de madera llevado al polígono cavado y B) Cajón terminado y recubierto de geomembrana

8.2 Siembra de los cultivos

8.2.1 Siembra de Lactuca sativa L.

La mayoría de hortalizas se siembran inicialmente en un lugar especial denominado almácigo, donde permanecerán un determinado tiempo, es decir,

35 hasta alcanzar un tamaño suficiente para luego ser trasplantadas al

lugar

definitivo, donde completaran su período vegetativo (Malca, 2001). Por tal motivo se elaboró el sustrato con arena fina, utilizando un cernidor para obtener partículas más pequeñas, posteriormente se mezcló con aserrín. Esta mezcla se trasladó a los vasos de unicel del número seis para la germinación de la lechuga orejona. Las semillas ocupadas fueron de la marca Hortaflor ® y se sembraron a 5 mm de profundidad, 5 semillas por cada vaso, se humedecieron hasta el trasplante por medio de un atomizador (Figura 10).

Figura 10. Siembra de Lactuca sativa. A) Semillas de lechuga orejona y B) Siembra de las semillas en vasos de unicel.

Las semillas de lechuga orejona se sembraron el día 26 de diciembre de 2013, los primeros brotes emergieron a los 4 días (Figura 11). Al terminar la etapa de germinación, se llevaron las plantas de lechuga a los componentes hidropónicos.

Figura 11. Plántulas germinando del sustrato. A) Día 3 y B) Día 4

36 8.2.2 Infraestructura del cultivo acuícola

Se ocuparon dos estanques circulares, con las siguientes características: 3 m de diámetro, 1.5 m de altura, tubo de control de nivel y desagüe de PVC 4”, pendiente de 30°, colector de fondo, coladera, paredes de block acabado en cemento y acabado en pintura azul anticorrosiva (Figura 12).

Figura 12. Infraestructura del cultivo acuícola. A) Tubo de control de nivel y pendiente de 30°y B) Pintura azul anticorrosiva y tubo PVC 4”. El recurso hídrico fue bombeado hacia un tinaco Rotoplas (Figura 13), que se encuentra en la planta alta de las instalaciones y por medio de ramales de PVC se dejó caer el agua por gravedad hacia los estanques.

Figura 13. Llenado de los estanques. A) Pozo de la granja acuícola y B) Tinaco de reserva.

37 8.2.3 Siembra de Oreochromis niloticus y alimentación

Se compraron 200 alevines de machos, procedentes de las instalaciones “Grupo de trabajo paso lagarto” llegaron a las 7:35 pm, el día 20 de enero del presente año. Este lote se trajo dividido en 4 bolsas de plástico, cada una contenía 50 organismos. Se recibieron en 4 contenedores de unicel tipo hielera y dentro de ellos contenían las bolsas dobles selladas de plástico de calibre 350 (Figura 14).

Figura 14. Recepción de alevines de Oreochromis niloticus. A) Contenedores de unicel tipo hielera y B) Bolsas selladas y amarradas con ligas.

Durante el procedimiento de recambio del agua y aclimatación de los peces, las bolsas plásticas quedaron flotando sobre la superficie del agua donde estos fueron depositados. Después de 30 minutos, se permitió a los peces nadar afuera de las bolsas hacia su nuevo ambiente (Palomino, 2004). La siembra se realizó en los dos estanques y se repartieron 100 organismos por cada estanque.

Durante el estudio, se les proporcionó alimento comercial para tilapias (Oreochromis sp.) en fase de iniciación (Malta Cleyton®Api Tilapia 1) formulado

38 con 40% de proteína (Figura 15). La cantidad de alimento ofrecido fue calculado considerando la biomasa total de peces por estanque proporcionando el 5 % de su peso total. La ración de alimento correspondiente para cada estanque fue pesada en un vaso de plástico número 6 y se suministró tres veces al día (10:00, 12.00 y 16:00 h). La estimación de la biomasa total por cada estanque se realizó cada 15 días, para poder ajustar las raciones diarias y no estresar demasiado a los organismos.

Figura 15. Alimentación de O. niloticus. A) Alimento balanceado (Api Tilapia 1) y B) Pellet extruido flotante.

8.3 Configuración de los sistemas acuapónicos

8.3.1 Configuración del Sistema I

Para la realización del montaje del Sistema I (Anexo 2) se adoptaron los propuestos por: Ramírez et al., (2008), los cuales fueron modificados para este proyecto, que consistió en: A) Estanque (descritos anteriormente), B) Filtro

39 Mecánico, C) Filtro Biológico y D) NFT. Por lo que en estos apartados se describirán los incisos B), C) y D):

B) Filtro mecánico: Consistió en un tambo de plástico de 200 L, el cual se le perforó dos agujeros de 25 mm de diámetro con la ayuda de un taladro (DEWALT®DC9096), donde se introdujo un tubo de PVC de la misma dimensión, en su interior, se añadió hule espuma recubierta con tela de maya para acumular los sólidos disueltos (Hojarasca, alimento no consumido y metabolitos) (Figura 16).

Figura 16. Filtro mecánico. A) Perforación de los tambos, B) Colocación del tubo PVC de 25 mm; y C) Hule espuma recubierta de tela de maya.

C) Filtro biológico: El biofiltro consistió en un tambo de 200 L, en donde se colocó un tubo de PVC de 25 mm con una válvula esférica, la cual permitió que el agua

del filtro mecánico se dirigiera al biofiltro por medio de gravedad.

Dentro de este biofiltro se colocó pasto sintético de manera que se alojaran las bacterias nitrificantes. El diseño completo de este biofiltro, contenía una tapadera color negro, ubicada en la parte superior, con el fin de evitar la proliferación de algas y disminuir la inhibición de las poblaciones de bacterias nitrificantes por la incidencia de luz (Figura 17).

40

Figura 17. Filtro biológico. A) Tambo de 200 L de capacidad, B) Pasto sintético; y C) Tapadera Rotoplas color negro. Una vez establecido el sistema, se inoculó directamente en el biofiltro un pool de bacterias nitrificantes (Nutrafin®Cycle) para acelerar el proceso de nitrificación respetando la indicaciones del producto, que consistió en día 1: 25 ml por cada 38 L, día 2 y día 3: 10 ml por cada 38 L, pasado estos días, la dosis semanal para mantener una población estable consistió de 5 ml por cada 38 L.

D) NFT: Consistió de 6 tubos de PVC de 4” de 2.44 m de longitud, unidos por 10 codos 90°, donde se hicieron 60 orificios de 7 cm de diámetro con una segueta (Celta®), a una separación de 15 cm, donde la entrada y salida del componente estuvieron constituidos por 2 reducciones (100 x 50) (Figura 18).

El efluente provino del biofiltro, utilizando una bomba de 0.25 HP conectada con tubería de PVC de 25 mm. El efluente entró por un extremo del primer tubo y se mantuvo con un flujo constante hasta llegar al último tubo. Este tubo se conectó con una llave esférica de paso para regular el efluente y permitir el vaciado de esta técnica.

41

Figura 18. Técnica del flujo laminar de nutrientes. A) Segueta (Celta®), B) Perforación de los tubos sanitarios de 4”,C) Reducción sanitaria 100 x 50; y D) Codos sanitarios 90 x 100.

8.3.2 Configuración del sistema II

Para la realización del montaje del Sistema II (Anexo 2) se adoptaron los propuestos por: Rakocy et al., (2006), que consistió en: A) Estanque, B) Filtro Mecánico y C) Balsa Flotante, por lo que en esté subcapítulo se describirán los incisos B) y C): B) Filtro Mecánico: Se utilizó un tambo con las mismas características del sistema I.

Figura 19. Filtro mecánico del Sistema II. A) Perforación del tambo de 200 L y B) Llave esférica que permitió el drenado de la solución.

42 C) Balsa Flotante: Se perforó un agujero de 25 mm en la cama de dicha técnica con un taladro, donde se colocó un tubo de PVC de la misma dimensión. El diseño completo consistió de cinco láminas de unicel de 100 × 50 cm y 2 cm de espesor previamente perforadas con agujeros de 5 cm de diámetro con una separación de 15 cm (Urrestarazu, 2000). La solución se oxígeno a través de 2 bombas de aire de 2 salidas (Figura 20). Al término de la construcción y recepción de los peces se inocularon bacterias nitrificantes (Nutrafin®Cycle) respetando las mismas dosis que en el filtro biológico del Sistema I. La salida de este componente, se reguló con una válvula esférica (Figura 21).

Figura 20.Técnica de la balsa flotante. A) Laminas de unicel perforadas, B) Bomba de aire (ECOPET ®); y C) Tubería PVC de 25 mm.

Figura 21. Vaciado de la balsa flotante. A) Taladro y B) Colocación del tubo de PVC en la balsa flotante.

43 8.3.3 Trasplante de Lactuca sativa L.

El trasplante se realizó en las dos unidades experimentales (Sistema I y Sistema II), una vez que las plántulas alcanzaron una longitud promedio de 2 cm y raíz ramificada, el trasplante se realizó el día 21 de enero, durante la mañana (6:00 h) para evitar la deshidratación. Las plántulas tenían 27 días de edad al momento del trasplante.

En el caso de la técnica NFT, las raíces de cada una de las plantas eran lavadas con agua, para limpiar los remanentes del sustrato donde se llevó a cabo su germinación, después, las plántulas fueron envueltas con hule espuma para proveerles sostén y posteriormente colocarlas en los vasos de unicel (Figura 22).

Figura 22. Trasplante de Lactuca sativa. A) Vasos de unicel previamente cortados, B) Vista por arriba, C) Hule espuma de 15 x 3 cm; y D) Envoltura del tallo de una plántula.

44 En la técnica NFT (Cooper, 1976) se trasplantaron 60 plántulas de lechugas, dentro de los 6 tubos de PVC de 4” de 2.44 m de longitud, para lograr una densidad de 16 plantas/m2. Al finalizar el trasplante, se verificó que las raíces estuvieran en contacto con la solución nutritiva (Figura 23).

Figura 23. Trasplante en la técnica NFT. A) Hule espuma envolviendo el tallo de la planta, B) Colocación de lo vasos, C) Verificación; y D) Finalización del trasplante. En el caso de la técnica de la balsa flotante, se ocupó la base de los vasos de unicel que se utilizaron en la técnica NFT en donde se perforó un agujero de manera que se colocará hule espuma de 10 x 2.5 cm y envolviera el tallo de las plántulas.

En esta técnica se trasplantaron 60 plántulas de lechuga colocadas en cinco láminas de unicel de 100 × 50 cm previamente perforadas con agujeros de 5 cm de diámetro y a 15 cm de distancia para lograr una densidad de 16 plantas/m2. Las lechugas quedaban por debajo de la placa de unicel con un espesor de 2 cm de manera que las raíces quedaban flotando en la solución rica en nutrientes provenientes del tanque de los peces (Figura 24).

45

Figura 24. Trasplante en la técnica de la Balsa flotante. A) Colocación del hule espuma en el vaso de unicel, B) Colocación de los vasos de unicel en las láminas, C) Vista aérea; y D) Finalización del trasplante. En este caso las dos técnicas estrictamente hidropónicas (Diver, 2006) sirvieron como medio de cultivo de la lechuga orejona para que terminara su desarrollo en la solución de nutrientes que provienen de los estanques de peces.

8.3.4 Construcción de los sumideros

Se construyeron dos pozos (sumideros) de 70 cm de diámetro y 90 cm de profundidad en donde se colocaron dos tambos de plástico de 200 L que se encargaron de recoger la solución nutritiva proveniente de los componentes hidropónicos para luego ser enviada de nuevo al tanque de peces y reiniciar los ciclos (Rakocy, 2007).

La solución llegaba por medio de tuberías PVC de 2” (sistema I) y 25 mm (sistema II), que se encontraba al final de los canales de cultivo (Figura 25), los cuales tenían una pendiente suficiente para asegurar la llegada del líquido a los sumideros. La localización de los sumideros se ubicó frente y en un nivel más

46 bajo que la altura inferior de los canales a unos 7 m de los cultivos hidropónicos y a 90 cm de profundidad (Figura 26), de esta forma la solución nutritiva descendió por gravedad, oxigenándose al mismo tiempo en su paso para luego ser enviada a los estanques de los cultivos de O. niloticus.

Figura 25. Construcción de los sumideros. A) Sumidero del sistema I, B) Sumidero del sistema II, C) Colocación del tambo en sistema I; y D) Perforación de tubería PVC (25 mm) en el tambo del sistema II.

Figura 26. Localización de los sumideros. Fuente: Elaboración propia.

8.3.5 Sistema de bombeo

Se utilizaron cuatro bombas de accionamiento eléctrico monofásico de operación no sumergida, de las cuales, tres eran de 0.25 HP (Siemens®) y la

47 ultima de ½ HP (Figura 27). Las primeras dos, para enviar el recurso hídrico del estanque a los filtros mecánicos, la tercera para enviar el líquido del filtro mecánico al filtro biológico para suministrar el líquido a la técnica del flujo laminar y la última, encargada

de impulsar la solución nutritiva del pozo

(sumidero) colector, hasta la parte alta de los estanques de cultivo por medio de mangueras de 1 ¼ (Figura 28).

Figura 27. Sistema de bombeo. A) Bomba del Sistema I, B) Bomba del sistema II, C) Bomba para suministrar el efluente a la técnica NFT; y D) Manguera para trasladar el líquido al estanque A y B.

Figura 28. Bomba de ½ HP para reiniciar los Sistemas. A) Colocación de la bomba, B) Mangueras de 1 ¼, C) Extracción del líquido de los tambos de 200 L; y D) Ubicación de la manguera en el sistema I.

48 8.4 Muestreos biométricos y de parámetros fisicoquímicos

8.4.1 Muestreos biométricos

En el caso de O. niloticus se realizaron nueve muestreos, tomando como muestra 15 peces al azar por estanque con ayuda de una red disponible en la granja, a los cuales se les midió la longitud total (cm) y peso (g) fresco de forma individual (Figura 29).

Figura 29. Obtención de la muestra. A) Se atraparon con red, B) Se obtuvo la muestra y se depositó a un recipiente más pequeño, C) Se vació a una tina con agua; y D) Se volvieron a sacar un una red mas pequeña. Para la longitud total (cm) se utilizó un vernier graduado con 12

cm y se

determinó el peso total (g), mediante una balanza (Modelo: EK3650) con capacidad de cinco kg. Posteriormente, los peces fueron regresados a su respectivo estanque. El procedimiento se repitió en los otros 8 muestreos siguientes (Figura 30).

49

Figura 30. Biometría realizada durante el experimento. A) Ejemplar de Oreochromis niloticus, B) Medición de la longitud total (cm), C) Medición del peso (g) para capa pez, D) La muestra se depositó en un balde; y E) Se liberaron a los respectivos estanques. Una vez obtenida la información, se determinó el crecimiento absoluto (CA), crecimiento relativo (CR), tasa de crecimiento absoluto (TCA), tasa de crecimiento relativo (TCR) y la tasa instantánea (o específica) de crecimiento (TCE) (Shereck y Moyle, 1990; Busacker et al., 1990). Esto con el propósito de evaluar el efecto que ejercieron los sistemas acuapónicos sobre las tasas de crecimiento de estos organismos y conocer a través de estos parámetros biológicos si hubo diferencias durante el período de evaluación.

Las fórmulas son:

CA=Y2 -Y1 CR= CA/Y1.100=Y2-Y1/YI X 100 TCA=CA/T2 -T1 =Y2-Y1/T2-T1 TCR= Y2 - Y1/Y1. (T2-T1) X 100 TCE = (In Y2-In Y1)/T2-T1 X 100

50 Dónde: Y1 y Y2 son el peso fresco o longitud total y T 1 y T2 son el tiempo al inicio y al final del experimento. ln es el logaritmo natural del peso o longitud total.

Por otro lado, de acuerdo con la metodología propuesta por Ridha (2006), se evaluaron los siguientes parámetros productivos presentados en el Cuadro 6. Los cuales nos ofrecieron información acerca del desempeño productivo en los dos sistemas acuapónicos.

Cuadro 6. Evaluación de los parámetros productivos de Oreochromis niloticus. Fuente: Ridha, 2006. Ganancia en peso

Peso promedio finalpeso promedio inicial

Ganancia en longitud

Sobrevivencia (S)=

Factor de conversión alimenticia (FCA) = Biomasa (B)=

Longitud promedio final-longitud promedio inicial (Número final de peces/Número inicial de peces) X 100 Consumo total de alimento/Incremento de peso ganado Población X Peso promedio del Individuo (Ricker,1975)

Para observar la relación peso-longitud de los peces se utilizó la función alométrica de Ricker (1975) para determinar el tipo de crecimiento (isométrico o alométrico positivo o negativo), mediante la siguiente ecuación: P=aLb Donde: P=Peso total (g) L=Longitud total (cm)

51 a y b=Constantes obtenidas a partir de una regresión potencial entre P y L, con a=Ordenada al origen (factor de condición) y b=coeficiente de alometría (Pendiente), que es un indicador del tipo de crecimiento que exhibe una especie.

Sí b=3.0 se trata de un crecimiento de tipo isométrico, y si b≠3.0 es alométrico (>3.0 positivo, el pez es más pesado para la longitud que alcanza; y F 0.0192* 0.1698

57 Cuadro 11. ANOVA para la variable peso (g) alcanzado en los dos estanques de cultivo de O. niloticus durante 120 días. Fuente

DF

Tipo III SS

Sistema acuapónico Número de muestras Error

1

12.50225926

Cuadrado de la media 12.50225926

14

52.45777778

3.74698413

14

21.60162963

1.54297354

F-Valor Pr > F 8.10

0.0129*

2.43

0.0542

Si “F-Valor”> “Pr>F” hay diferencias significativas*

Las diferencias radicaron principalmente en la posición en que se ubicaban los estanques, por un lado el estanque B, recibía más luz o luminosidad por las mañanas y tardes, aumentando gradualmente la temperatura (°C), en el caso del estanque A, desde las 2:00 p. m. aproximadamente se encontraba en condiciones de sombra, debido a que se localiza junto a la pared de los vecinos de la Granja Acuícola.

Según Moyle y Cech (2000), las tasas de crecimiento de los peces son altamente variables porque dependen fuertemente de una diversidad de factores ambientales que interactúan entre sí, tales como la temperatura del agua, los niveles de oxígeno disuelto, el amonio, altitud, luz o luminosidad, el fotoperíodo, la cantidad y calidad del alimento ingerido, la edad y el estado de madurez de los peces.

9.1.2 Tipo de crecimiento de Oreochromis niloticus

Al efectuar el análisis de regresión potencial para cada estanque, se encontró los siguientes valores: Para el estanque A el modelo se expresó como:

58 Pt=0.0236 (Lt) 2.805 con un coeficiente de determinación de 98.84 % indicando la suficiencia del modelo (r2=0.9884) (Figura 34).

Peso total (g)

RELACIÓN LONGITUD-PESO CALCULADO

Pt = 0.0236Lt 2.805 r2 = 0.9884

19 14 9 4 6

8 10 Longitud total (cm)

12

Figura 34. Curva de crecimiento entre la relación longitud -peso calculado de O. niloticus en el estanque A. Para el estanque B el modelo se expresó como: Pt=0.0276 (Lt)

2.7341

con un

coeficiente de determinación entre Lt (Longitud total) y Pt (Peso fresco) del 98.9 %, indicando la suficiencia del modelo (r2=0.989) (Figura 35). RELACIÓN LONGITUD-PESO CALCULADO

Pt= 0.0276Lt 2.7341 r2 = 0.989

Peso total (g)

19 14 9 4 6

8

10

12

Longitud total (cm)

Figura 35. Curva de crecimiento entre la relación longitud - peso calculado de O. niloticus en el estanque B. Estudios realizados en distintas especies de tilapias y represas de México muestran que los valores de la pendiente (b=coeficiente de alometría) de esta relación oscila entre 2.5 y 3.5 (Granado, 1996).

59 Esto indica que los valores de la pendiente obtenidos para las tilapias de los sistemas acuapónicos en el estanque A y B de 2.805 y 2.7341, respectivamente, se encuentran dentro de este intervalo, por lo que se asume mediante el análisis de la relación, que el tipo de crecimiento exhibido en los estanques fue isométrico. Este tipo de crecimiento ha sido reportado por Beltrán et al., (2009) y Flores (2006), quienes mencionan que el crecimiento de O. niloticus es isométrico en todas las etapas de desarrollo.

9.1.3 Alimentación y parámetros de producción

El alimento suministrado es de gran importancia para el crecimiento de los peces y para el desarrollo de los sistemas acuapónicos, por tales razones en el Cuadro 12, se exhiben los días de cultivo, la cantidad de alimento suministrado por estanque y las raciones por día.

Cuadro 12. Estimación quincenal de la biomasa de las poblaciones de Oreochromis niloticus alimentadas con Api tilapia 1 (Malta Cleyton®). Días de cultivo 1 15 30 45 60 75 90 105 120

Cantidad de alimento diario (g) Estanque A 21.9 223 32.35 36.9 40.75 50.15 62.45 77.45 105.15

Cantidad de alimento diario (g) Estanque B 21.35 24.4 34.7 38.6 41.2 52.45 62.2 84.8 109.55

Raciones por día 3 3 3 3 3 3 3 3 3

60 Al realizar el análisis de regresión exponencial del suministro de alimento para cada estanque, se encontraron los siguientes valores: para el estanque A (Figura 36) el modelo se expresó como: y=17.167e 0.1959x y para el estanque B y=16.652e0.1939x (Figura 37) con un grado de suficiencia del modelo (Cantidad de alimento suministrado (g) y días de cultivo) del 98.01% (r2=0.9801) y 98.13% (r2=0.9813), respectivamente. Por lo tanto estos valores nos indican que hubo una correlación positiva muy alta entre estas dos variables, es decir, que se cumplió el plan de alimentación de la Tilapia en los dos estanques de cultivo .

Cantidad de alimento (g)

Suministro de alimento estanque A

115

y = 17.167e0.1959x r² = 0.9801

95 75

Suministro de alimento

55 35 15 1

15 30 45 60 75 90 105 120 Semanas de cultivo

Cantidad de alimento (g)

Figura 36. Consumo de alimento en el estanque A.

Suministro de alimento estanque B

95 y = 16.652e0.1939x r² = 0.9813

75 55

Suministro de alimento

35 15 1 15 30 45 60 75 90 105 120 Semanas de cultivo

Figura 37. Consumo de alimento en el estanque B.

61 Rakocy (1999), indica que es importante la cantidad de alimento que se suministra, ya que para mantener 24 plantas en cultivo acuapónico es necesario integrar a los estanques al menos 57 g de alimento. Sin embargo, durante el presente estudio, al inicio se agregaban únicamente en promedio 21.9 g de alimento por día para el estanque A y 21.35 g para el estanque B, lo anterior con base en la biomasa inicial de los alevines de O. niloticus.

De acuerdo con el Cuadro 12, es evidente que al aumentar los días de cultivo, aumenta el suministro de alimento, por lo que hasta el día 75 de cultivo se administró aproximadamente lo recomendado por Rakocy (1999). Esto es de gran importancia para los sistemas acuapónicos ya que de ello dependen los nutrientes que necesitan las plantas que se cultivan hidropónicamente.

Por otro lado utilizando la información generada en los muestreos se evaluó los siguientes parámetros productivos de acuerdo a la metodología propuesta por Ridha (2006), presentados en el Cuadro 13.

Cuadro 13. Evaluación de los parámetros productivos de Tilapia durante el período comprendido del 21 de enero a 20 de mayo. Parámetros productivos Ganancia en peso (g) Ganancia en longitud (cm) Sobrevivencia (%) Factor de conversión alimenticia Biomasa quincenal obtenida Biomasa final (considerando la sobrevivencia)

Estanque A

Estanque B

16.65

17.64

5

5.21

88%

99%

2.51:1

2.51:1

2.103 kg

2.191 kg

1.850 kg b

2.169 kg a

62 El porcentaje de sobrevivencia durante el período de evaluación fue de 88% en el estanque A y para el estanque B fue de 99 %, la diferencia fue posiblemente por la depredación de un ave paseriforme (Pitangus sulphuratus) como responsable de la disminución en números de las poblaciones de tilapias, ya que sólo hubo un avistamiento, obteniéndose una fotografía para la descripción.

Ambas sobrevivencias se encuentran dentro de los valores reportados por Kubitza (2000) de 85, 95 y 98 % para cultivos de tilapia, con baja renovación de agua. Con respecto al factor de conversión alimenticia (FCA), en este trabajo para el estanque A y B fue de 2.51:1, es decir se necesitaron de 2.51 kg de alimento balanceado para producir 1 kg de pez. Este factor es alto y se debió principalmente a las condiciones de los parámetros fisicoquímicos evaluados, especialmente los compuestos nitrogenados como el amoniaco iónico (NH 4+) y el nitrito (NO3-), ya que en las condiciones iniciales, es común ver altos niveles de estos compuestos, afectando el cultivo acuícola a través del tiempo.

Autores como Rakocy et al., (2002), desarrollaron un experimento en la Universidad de las Islas Vírgenes (UVI) cultivando O. niloticus con un peso promedio de 214 g y con un peso final de 912 g durante 175 días de cultivo, en un sistema acuapónico, obteniendo un factor de conversión alimenticio de 2.2, es decir, 2.2 kg de alimento para producir 1 kg de pez (FCA=2.2:1). Sin embargo, la relación de conversión de alimentación se mantuvo alta (2.2) debido en parte a un período de 2 semanas de valores altos de nitrito reduciendo la alimentación de los organismos de estudio.

63 Con respecto a la biomasa (Cuadro 14), se observa un progresivo aumento al llegar al muestreo número seis, siete y ocho, esto debido principalmente a las temperaturas que se presentaron en el mes de abril y a principios de mayo, con un intervalo de 20.5°C a 30.4°C. Por el contrario en el muestreo dos, la biomasa se observa limitada a causa de las temperaturas que se presentaron a finales de enero y a principios de febrero con intervalo de 15.5°C a 27.4°C.

Para O. niloticus se considera una temperatura óptima de 27 a 32°C, aunque los problemas metabólicos se inician a temperaturas por debajo de 21°C (Teichert et al., 1997).

Cuadro 14. Biomasa quincenal obtenida a través de los nueve muestreos realizados para O. niloticus. Número de muestreos 1 2 3 4 5 6 7 8 9

Biomasa quincenal (g) Estanque A 438 446 647 738 815 1003 1249 1549 2103

Biomasa quincenal (g) Estanque B 427 488 694 772 824 1049 1244 1696 2191

Al finalizar el periodo de evaluación de crecimiento y estimar los parámetros biológicos (Shereck y Moyle, 1990), y productivos (Ridha, 2006) durante 120 días, la biomasa final calculada a partir de la sobrevivencia fue de 1.850 kg para el estanque A y 2.169 kg para el estanque B.

64 9.2 Crecimiento de lechuga (Lactuca sativa L.)

9. 2. 1 Longitud de la hoja

El promedio final de la longitud de la hoja fue de 10.327 cm para la técnica NFT y 7.788 cm para la balsa flotante. Una vez realizado el análisis de varianza (Anexo 5), se encontró que para la variable longitud de la hoja de las plantas de L. sativa, existieron diferencias estadísticamente significativas (P