Nociones fundamentales de la Química Biológica. Tercera parte.

Resumen III: Química Biológica.

10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.1 Fosforilación oxidativa: Reacciones de transferencia de electrones en las mitocondrias. 10.2 Fosforilación oxidativa: Síntesis de ATP. 10.3 Fosforilación oxidativa: Regulación. 10.4 Fotosíntesis: Captación de la energía luminosa. 10.5 Fotosíntesis: Absorción de la luz. 10.6 El acontecimiento fotoquímico central: El flujo electrónico impulsado por la luz. 10.7 Fotofosforilación: Síntesis de ATP.

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11. Biosíntesis de glúcidos en plantas. 11.1 Síntesis fotosintética de glúcidos. 11.2 Fotorrespiración y ruta C4.

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12. Lípidos. 12.1 Lípidos de almacenamiento. 12.2 Lípidos estructurales de las membranas. 12.3 Lípidos como señales, cofactores y pigmentos.

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13. Catabolismo de los ácidos grasos. 13.1 Digestión, movilización y transporte de grasas. 13.2 Oxidación de los ácidos grasos.

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14. Biosíntesis de lípidos. 14.1 Biosíntesis de ácidos grasos. 14.2 Biosíntesis de triacilgliceroles. 14.3 Biosíntesis de fosfolípidos de membrana.

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15. Oxidación de aminoácidos y producción de urea. 15.1 Destinos metabólicos de los grupos amino. 15.2 Excreción del nitrógeno y ciclo de la urea. 15.3 Rutas de degradación de los aminoácidos.

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16. Ácidos nucleicos.

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17. Hormonas y bioseñalización. 17.1 Hormonas: estructuras diversas para funciones diversas. 17.2 Bioseñalización: características generales de la transducción de señales. 17.3 Receptores acoplados a proteína G y segundos mensajeros. 17.4 Receptores tirosina quinasas. 17.5 Regulación de la transcripción por hormonas esteroideas.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. La fosforilación oxidativa es la culminación del metabolismo productor de energía en los organismos aeróbicos. Todos los pasos oxidativos en la degradación de glúcidos, grasas y aminoácidos, convergen en esta etapa final de la respiración celular: los electrones fluyen desde intermediarios catabólicos hasta el O2, y la energía de la oxidación impulsa la síntesis de ATP a partir de ADP + Pi. La fotofosforilación, por otra parte, es la forma por la cual los organismos fotosintéticos capturan la energía de la luz solar, la fuente fundamental de energía en la biósfera, y la utilizan para sintetizar ATP.

En los eucariotas, la oxidación fosforilativa tiene lugar en la mitocondria, y la fotofosforilación en los cloroplastos. En la fosforilación oxidativa se produce la reducción de O2 a H2O gracias a los electrones cedidos por el NADH y el FADH2, y tiene lugar tanto en la luz como en la oscuridad. En la fotofosforilación se produce la oxidación de H2O a O2, con NADP+ como aceptor electrónico fundamental, y depende absolutamente de la energía de la luz. A pesar de sus diferencias, estos dos procesos convertidores de energía transcurren a través de mecanismos muy similares. Nuestros conocimientos actuales sobre la síntesis de ATP en mitocondria y cloroplastos se basan en la hipótesis introducida por P. Mitchell en 1961: las diferencias transmembrana en la concentración de protones son el reservorio de la energía obtenida a partir de las reacciones biológicas de oxidación. Esta teoría quimiosmótica es uno de los grandes principios unificadores de la biología del siglo XX. Existen tres aspectos mecánicamente similares entre la oxidación fosforilativa y la fotofosforilación: 1. En ambos procesos interviene un flujo de electrones (provenientes del catabolismo celular) a través de una cadena de transportadores ligados a membrana. 2. La energía libre puesta a disposición por este flujo de electrones “cuesta abajo” (exergónico) está acoplada al transporte “cuesta arriba” de protones, a través de una membrana impermeable a los protones, conservándose parte de la energía libre de oxidación de los combustibles metabólicos en forma de potencial electroquímico transmembrana. Este flujo transmembrana de protones ocurre mediante canales proteicos específicos. 3. El flujo transmembrana de protones a favor de su gradiente de concentración y mediante canales proteicos específicos, proporciona la energía libre para la síntesis de ATP. Dicha síntesis de ATP está catalizada por un complejo proteico asociado a la membrana: la ATP sintasa, que acopla el flujo de protones a la fosforilación del ATP.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.1) Fosforilación oxidativa: Reacciones de transferencia de electrones en las mitocondrias. En los eucariotas, la mitocondria es el sitio en donde se realiza la fosforilación oxidativa. Las mitocondrias, al igual que las bacterias gram-negativas, tienen dos membranas. La membrana mitocondrial externa es fácilmente permeable a pequeñas moléculas (Mr < 5000) e iones, que se mueven libremente a través de canales transmembrana compuestos por una familia de proteínas integrales de membrana, llamadas porinas. La membrana interna es impermeable a la mayor parte de las moléculas pequeñas e iones, incluido el protón (H+). Las únicas especies que cruzan esta membrana, lo hacen a través de transportadores específicos. La membrana interna aloja los componentes de la cadena respiratoria, y el complejo enzimático responsable de la síntesis de ATP: la ATP sintasa. La matriz mitocondrial, el espacio acotado por la membrana interna, contiene:    

El complejo de la piruvato deshidrogenasa, Las enzimas del ciclo de Krebs, Las enzimas de la ruta de la β-oxidación de los ácidos grasos (detallada más adelante) Las enzimas de las rutas de oxidación de los aminoácidos (detalladas más adelante)

Es decir, todas las rutas de oxidación de combustibles, excepto la glucólisis, que tiene lugar en el citosol. Debido a que la membrana interna tiene una permeabilidad selectiva, separa a los intermediarios y a las enzimas de las rutas metabólicas citosólicas de aquellos otros pertenecientes a los procesos metabólicos que se producen en la matriz mitocondrial. Sin embargo, el piruvato, los ácidos grasos y los aminoácidos o sus derivados α-ceto, son llevados por transportadores específicos hasta la matriz, para poder acceder a la maquinaria de ciclo de Krebs. El ADP y el Pi son transportados específicamente al interior de la matriz, al mismo tiempo que el recién sintetizado ATP es transportado al exterior.

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Los electrones son canalizados hacia aceptores universales de electrones. La fosforilación oxidativa inicia con la entrada de electrones en la cadena respiratoria. La mayor parte de dichos electrones provienen de la acción de deshidrogenasas, que captan electrones de vías catabólicas y los canalizan hacia aceptores universales de electrones: nucleótidos de nicotinamida (NAD+ o NADP+) o nucleótidos de flavina (FMN o FAD). Las deshidrogenasas ligadas a nucleótidos de nicotinamida catalizan reacciones reversibles de los siguientes tipos generales:

La mayoría de las deshidrogenasas que participan en el catabolismo son específicas para el NAD+ como aceptor electrónico, pero algunas como la glucosa 6-P deshidrogenasa requieren NADP+. Algunas deshidrogenasas están localizadas en el citosol, otras en la mitocondria, y existen otras con isozimas tanto mitocondriales como citosólicas.

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Las deshidrogenasas ligadas al NAD eliminan dos átomos de hidrógeno de sus sustratos. Uno es transferido en forma de ión hidruro al NAD+, mientras que el otro aparece como H+ en el medio (NADH + H+). El NADH y el NADPH son transportadores electrónicos hidrosolubles que se asocian reversiblemente con deshidrogenasas. El NADH transporta los electrones que provienen de reacciones catabólicas a su punto de entrada en la cadena respiratoria: el complejo de la NADH deshidrogenasa, que se describe más adelante. Por esto, se dice que el NADH actúa como transportador de difusión. El NADPH, por otra parte, suele suministrar electrones a reacciones anabólicas. Por ello, se dice de él que es un transportador difundible. Las células mantienen reservas separadas de NADH y NADPH, con potenciales redox diferentes. Esto se consigue manteniendo las razones [forma reducida]/[forma oxidada] relativamente alta para el NADPH, y relativamente baja para el NADH. Ni el NADH ni el NADPH pueden atravesar la membrana interna de la mitocondria, pero los electrones que transportan sí pueden ser lanzados a través de dicha membrana.

Con respecto a las flavoproteínas, recordemos que contienen un nucleótido de flavina (FMN o FAD) fuertemente unido, a veces de manera covalente. Cuando este nucleótido de flavina se encuentra oxidado, puede aceptar un electrón (dando la forma de semiquinona) o dos electrones (produciendo FADH2 o FMNH2). Debido a que las flavoproteínas pueden participar en transferencias de uno o de dos electrones, pueden actuar como intermedios entre reacciones en las que se ceden dos electrones (como sucede en las deshidrogenaciones), así como en aquellas en las que se acepta un solo electrón (ej.: en la reducción de una quinona a hidroquinona).

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Los electrones pasan a través de una serie de transportadores unidos a membrana. La cadena respiratoria mitocondrial consta de una serie de transportadores electrónicos que actúan secuencialmente. La mayor parte de estos transportadores electrónicos son proteínas integrales de membrana, con grupos prostéticos capaces de captar y ceder uno o dos electrones. En los sistemas biológicos, existen cuatro (4) tipos de transferencias electrónicas: 1. Transferencia directa de electrones: Los electrones se transfieren directamente. Está asociada a metales.

+

–

2. Transferencia de un átomo de hidrógeno: Los electrones se transfieren mediante un átomo de H (H + e ).

–

3. Transferencia de un ión hidruro: Un ión hidruro (:H ) transfiere alguno de sus dos electrones, o ambos. Estas reacciones son catalizadas por deshidrogenasas que utilizan NAD como coenzima.

4. Transferencia por combinación de un reductor orgánico con O2:

Los tres primero tipos tienen lugar en la cadena respiratoria. En todos los casos, los agentes reductores y oxidantes funcionan como pares conjugados o pares redox. Ej.: Fe2+/Fe3+ y Cu+/Cu2+. Cada par redox tiene un potencial Sd. de óxido-reducción (o potencial redox estándar, o potencial de reducción estándar) característico, que se mide en voltios y se denomina E’0. Cuanto más negativo es el potencial de reducción de una sustancia, posee mayor tendencia a perder electrones. Ej.: NADH  E’0 = –0,32 V. O2  E’0 = +0,82 V. El término equivalente de reducción se utiliza para designar el equivalente de un electrón sencillo que se transfiere en una reacción de oxidación-reducción.

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Además del NAD y de las flavoproteínas, hay otros tres tipos de moléculas transportadoras de electrones que funcionan en la cadena respiratoria:  

Una quinona hidrofóbica: ubiquinona, y Y dos diferentes tipos de proteínas con hierro: citocromos y proteínas ferro-sulfuradas.

1. Ubiquinona. La ubiquinona (también llamada coenzima Q, o simplemente Q), es una benzoquinona liposoluble que contiene una larga cadena lateral isoprenoide. Los isoprenoides son una diversa clase de compuestos orgánicos derivados del isopreno (o 2-metil-1,3butadieno), un hidrocarburo de cinco átomos de carbono:

La plastoquinona, presente en cloroplastos, y la menaquinona, presente en bacterias, son compuestos estrechamente relacionados y que tienen misiones análogas a las de la ubiquinona: todas ellas transportan electrones en cadenas de transferencia electrónica asociadas a membranas. La ubiquinona puede aceptar un electrón, transformándose en el radical semiquinona (·QH), o dos electrones, formando ubiquinol (QH2). Por lo tanto, al igual que las flavoproteínas transportadoras, es capaz de actuar como puente entre un dador de dos electrones y un aceptor de un electrón.

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Debido a que la ubiquinona es tanto pequeña como hidrofóbica, puede difundir libremente a través de la bicapa lipídica de la membrana mitocondrial interna, y puede hacer de lanzadera de equivalentes de reducción entre otros transportadores electrónicos menos móviles de la membrana. Además, debido a que transporta tanto electrones como protones, juega un papel central en el acoplamiento del flujo electrónico al movimiento de protones. 2. Citocromos. Los citocromos son proteínas con una intensa absorción de la luz visible: esto es debido a que poseen un grupo prostético hemo que contiene hierro. Las mitocondrias contienen tres clases de citocromos, que se distinguen por diferencias en su espectro de absorción lumínica. Estas tres clases de citocromos se designan a, b y c. Cada una de estas clases de citocromos puede estar en su forma oxidada o reducida. Cuando un citocromo está en su estado reducido (Fe2+), tiene tres bandas de absorción en el espectro visible. Por ejemplo, el citocromo c, en su forma reducida, posee las bandas de absorción α (cerca de 550 nm), β (cerca de 510 nm) y γ (cerca de 400 nm). Además, para hacer referencia a un tipo particular de citocromo se especifica en su nombre la absorción máxima exacta, tal como sucede con el citocromo b562, diferente del citocromo b566. Los cofactores hemo de los citocromos a y b están unidos muy fuertemente, aunque no de manera covalente, a sus respectivas proteínas. Los grupos hemo de los citocromos del tipo c están unidos de forma covalente a través de residuos Cys.

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Al igual que con las flavoproteínas, el potencial de reducción estándar del átomo de Fe en el hemo de un citocromo depende de su interacción con las cadenas laterales de la proteína, por lo que es diferente para cada citocromo. Los citocromos de los tipos a y b, así como algunos del tipo c, son proteínas integrales de la membrana mitocondrial interna. El citocromo c mitocondrial es una proteína soluble que se asocia mediante interacciones electrostáticas con la parte exterior de la membrana mitocondrial interna. 3. Proteínas ferro-sulfuradas (proteínas Fe-S). En las proteínas ferro-sulfuradas, el hierro está presente no en forma de hemo, sino en asociación con átomos de azufre inorgánico, o con átomos de azufre de residuos Cys de la proteína, o con los dos al mismo tiempo. Estos centros ferro-sulfurados (centros Fe-S) van desde estructuras sencillas con un solo átomo de Fe coordinado a cuatro residuos Cys-SH, hasta centros Fe-S más complejos con dos o cuatro átomos de Fe.

Todas las proteínas ferro-sulfuradas participan en transferencias de un electrón en las que se oxida o reduce uno de los átomos de Fe de la agrupación ferro-sulfurada. Los potenciales de reducción de las proteínas Fe-S son bajos (entre –0,65 V y +0,45 V), debido a lo cual son buenos dadores de electrones. En la transferencia de electrones mitocondrial, actúan como mínimo ocho proteínas Fe-S. En la reacción global catalizada por la cadena respiratoria mitocondrial, se transportan electrones desde un dador electrónico primario (como el NADH o el succinato) hasta al O2, pasando a través de las flavoproteínas, la ubiquinona, las proteínas ferro-sulfuradas y los citocromos. Pero, ¿cuál es la secuencia precisa de actuación de estos transportadores? Luego de haberse determinado experimentalmente los potenciales de reducción estándar de los transportadores electrónicos individuales, se observó que los electrones tienden a fluir espontáneamente desde los transportadores de E’0 más bajo hacia los transportadores de E’0 más elevado. Por ello, es de esperar que los transportadores funcionen en orden de potenciales de reducción crecientes. El orden de los transportadores, deducido según este método, es:

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1º NADH 2º Q 3º citocromo b 4º citocromo c1 5º citocromo c 6º citocromo a 7º citocromo a3 8º O2.

Obsérvese que el orden de los potenciales de reducción estándar no es necesariamente el mismo que el de los potenciales de reducción reales en condiciones celulares, que dependen de las concentraciones de las formas oxidadas y reducidas. Este flujo de electrones desde sistemas electronegativos hasta sistemas electropositivos es el resultado de la pérdida de energía libre. Dicho de otra manera: cuanto mayor es la diferencia entre los potenciales de reducción estándar de dos pares redox, mayor es la pérdida de energía libre cuando los electrones pasan de un sistema al otro. Esta variación de energía libre de Gibbs estándar debida al flujo de electrones desde un transportador con determinado potencial de reducción estándar hasta otro transportador con un potencial de reducción estándar diferente, puede expresarse como:

Así, para el flujo de dos electrones desde el NADH hasta el O2, la variación de energía libre de Gibbs es: ∆Gº = –2 x 23,062 cal/V x [0,82 V – (–0,32 V)] = –52,6 Kcal/mol Esta variación de la energía libre es más que suficiente para permitir la síntesis de 3 moléculas de ATP (ATP = –7,3 Kcal/mol). Nótese que el costo de la síntesis de 3 x ATP = –21,9 Kcal/mol De la misma manera, el flujo de dos electrones desde el FADH2 hasta el O2 libera suficiente energía libre de Gibbs como para permitir la síntesis de 2 ATP.

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Los transportadores de electrones actúan en complejos multienzimáticos. Los transportadores de electrones de la cadena respiratoria están organizados en complejos supramoleculares incrustados en membranas. El tratamiento suave de la membrana mitocondrial interna con detergentes, permite la resolución de cuatro complejos supramoleculares distintos, siendo cada uno de ellos capaz de catalizar la transferencia electrónica a través de una porción de la cadena. El Complejo I (NADH) y el Complejo II (succinato), son dadores electrónicos diferentes que catalizan la transferencia de electrones a la ubiquinona. El Complejo III transporta electrones desde la ubiquinona reducida hasta el citocromo c. El Complejo IV completa la secuencia transfiriendo electrones desde dicho citocromo hasta el O2.

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COMPLEJO I: NADH hasta ubiquinona. El Complejo I, también llamado NADH:ubiquinona oxidorreductasa o NADH deshidrogenasa, es una enzima enorme compuesta por 42 cadenas polipeptídicas diferentes. Entre estas cadenas polipeptídicas se encuentra una flavoproteína que contiene FMN y, como mínimo, seis centros ferrosulfurados. La microscopía electrónica de alta resolución muestra que el Complejo I tiene forma de L, con un brazo de la L en la membrana y el otro prolongándose hacia la matriz. El Complejo I cataliza dos procesos simultáneos forzosamente acoplados: 1. La transferencia exergónica, hacia la ubiquinona, de un ión hidruro del NADH y un protón de la matriz:

2. La transferencia endergónica de cuatro protones de la matriz, hacia el espacio intermembrana. Por lo tanto, el Complejo I es una bomba de protones impulsada por la energía de la transferencia electrónica, y la reacción que cataliza es vectorial: mueve los protones en una dirección específica, desde una localización (la matriz, que se carga negativamente con la salida de los protones) hacia otra (el espacio intermembrana, que se carga positivamente). Para resaltar la naturaleza vectorial del proceso, la reacción global se suele expresar con subíndices que indican la localización de los protones: P para la cara positiva de la membrana interna (el espacio intermembrana), y N para la cara negativa (la matriz):

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El ubiquinol (QH2, la forma reducida) difunde por la membrana mitocondrial interna, desde el Complejo I hasta el Complejo III, en donde se oxida a Q en un proceso acompañado por la salida de H+ hacia el exterior.

COMPLEJO II: Succinato a ubiquinona. El Complejo II es la enzima succinato deshidrogenasa: la única enzima del ciclo de Krebs que está ligada a la membrana mitocondrial. Aunque más pequeño y más sencillo que el Complejo I, el Complejo II contiene cinco grupos prostéticos de dos tipos y cuatro subunidades proteicas diferentes. Las subunidades C y D son proteínas integrales de membrana, cada una de ellas con tres hélices transmembrana. Contienen un grupo hemo (hemo b, precisamente entremedio de las dos subunidades), y un sitio de unión para la ubiquinona, que es el aceptor final de electrones en la reacción catalizada por el Complejo II. Las subunidades A y B se extienden hacia la matriz. Contienen tres centros 2Fe-2S, FAD unido y un sitio de unión para el sustrato succinato. La ruta de transferencia de electrones va desde el sitio de unión del succinato hasta el FAD, y luego a través de los centros Fe-S hasta el sitio de unión de Q. El hemo b no se encuentra en la ruta principal de transferencia electrónica, pero podría servir para reducir la frecuencia con la que los electrones “se pierden” fuera del sistema. Es decir, que protegería contra la formación de especies reactivas de de oxígeno (ROS) por electrones que se desvían del camino principal. Los seres humanos con mutaciones puntuales en subunidades del Complejo II próximas al hemo b, sufren paraganglioma hereditario. Esta enfermedad congénita se caracteriza por tumores benignos en la cabeza y el cuello. Otros sustratos de las deshidrogenasas mitocondriales también pasan electrones a la cadena respiratoria a nivel de la ubiquinona, pero no a través del Complejo II: El primer paso en la β-oxidación de los acil graso-CoA, catalizado por la flavoproteína acil-CoA deshidrogenasa, implica la transferencia de electrones desde el sustrato al FAD de la deshidrogenasa y, a continuación, a la flavoproteína transferidora de electrones (ETF), que a su vez transfiere sus electrones a la ETF:ubiquinona oxidorreductasa. Esta enzima pasa electrones a la cadena respiratoria al reducir la ubiquinona. El glicerol 3-fosfato, formado a partir del glicerol liberado en la hidrólisis del triacilglicerol así como a partir de la reducción de la dihidroxiacetona fosfato en la glucólisis, es oxidado por la glicerol 3-fosfato deshidrogenasa. Esta enzima es una flavoproteína localizada en la cara externa de la membrana mitocondrial interna, y al igual que la succinato deshidrogenasa y que la acil-CoA deshidrogenasa, canaliza electrones hacia la cadena respiratoria, reduciendo a la ubiquinona.

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COMPLEJO III: Ubiquinona a citocromo c. Este complejo respiratorio, el Complejo III, también es denominado complejo citocromo bc1, o ubiquinona:citocromo c oxidorreductasa. El Complejo III acopla la transferencia de electrones desde el ubiquinol hasta el citocromo c con el transporte vectorial de protones de la matriz hasta el espacio intermembrana. La unidad funcional del Complejo III es un dímero con las dos unidades monoméricas del citocromo b rodeando una “caverna” en el centro de la membrana, en la que la ubiquinona tiene libertad para moverse desde el lado de la matriz de la membrana (sitio QN en un monómero) al espacio intermembrana (sitio QP del otro monómero) a medida que lanza electrones y protones a través de la membrana mitocondrial interna.

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Se ha propuesto un modelo razonable para el paso de electrones y protones a través del Complejo III: el ciclo Q. Aunque la vía de los electrones por este segmento de la cadena respiratoria es complicada, el efecto neto de la transferencia es simple: QH2 se oxida a Q, al tiempo que se reducen dos moléculas de citocromo c. El citocromo c es una proteína soluble del espacio intermembrana. Después de que su único hemo acepte un electrón del Complejo III, el citocromo c se desplaza hacia el Complejo IV para ceder el electrón a un centro de cobre binuclear.

COMPLEJO IV: Citocromo c a O2. El Complejo IV también es llamado citocromo oxidasa. Este complejo transporta electrones desde el citocromo c hasta el oxígeno molecular, reduciéndolo a H2O. El Complejo IV es una enzima muy grande (13 subunidades; Mr 204.000) de la membrana mitocondrial interna. Las bacterias poseen una forma mucho más sencilla con sólo tres o cuatro subunidades, pero que sigue siendo capaz de catalizar tanto la transferencia de electrones como el bombeo de protones. La comparación de los complejos mitocondrial y bacteriano sugiere que son esenciales tres subunidades para la función. La subunidad II mitocondrial contiene dos iones Cu, que forman complejo con los grupos –SH de dos residuos Cys en un centro binuclear (CuA) que se parece a los centros 2Fe-2S de las proteínas ferro-sulfuradas. La subunidad I contiene dos grupos hemo (designados a y a3), y otro ión cobre (CuB). El hemo a3 y el CuB forman un segundo centro binuclear que acepta los electrones del hemo a y los transfiere al O2 unido al hemo a3.

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La transferencia de electrones a través del Complejo IV va del citocromo c al centro CuA, al hemo a, al centro hemo a3–CuB y, finalmente, al O2. Por cada cuatro electrones que pasan a través del complejo, la enzima consume cuatro H+ “sustrato” de la matriz (lado N), convirtiendo al O2 en 2H2O. También utiliza la energía de esta reacción redox para bombear un protón hacia el espacio intermembrana (lado P) por cada electrón que pasa, añadiéndose al potencial electroquímico producido por el transporte del protón impulsado por el potencial redox a través de los Complejos I y III. La reacción global catalizada por el Complejo IV es:

En esta reducción del O2 por cuatro electrones, intervienen centros redox que transportan un único electrón al mismo tiempo, y se ha de dar sin la liberación de los intermedios incompletamente reducidos tales como el peróxido de hidrógeno o los radicales hidroxilo libres, especies muy reactivas que dañarían los componentes celulares. Los intermedios se mantienen fuertemente unidos al complejo hasta que se convierten completamente en agua.

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La energía de la transferencia de electrones se conserva eficientemente en un gradiente de protones. La transferencia de dos electrones desde el NADH, a través de la cadena respiratoria, y hasta el oxígeno molecular, se puede describir como:

Esta reacción neta es muy exergónica. Para el par redox NAD+/NADH, el E’0 es –0,32 V, mientras que para el par O2/H2O es 0,816 V. Por lo tanto, el ∆E’0 de esta reacción es 1,14 V, siendo la variación de energía libre estándar igual a: ∆G’º = –220 kJ/mol (de NADH) La mayor parte de esta energía se usa para bombear protones fuera de la matriz. Por cada par de electrones transferidos al O2, se bombean cuatro protones por el Complejo I, cuatro por el Complejo III, y dos por el Complejo IV.

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Por lo tanto, la ecuación vectorial del proceso es:

La energía electroquímica inherente en esta diferencia de concentración de protones, y en la separación de cargas, representa una conservación temporal de la mayor parte de la energía de la transferencia electrónica. La energía almacenada en este tipo de gradiente, denominada fuerza protón-motriz, tiene dos componentes: 1. La energía química potencial debida a la diferencia en concentración de las especies químicas (H+) entre las dos regiones separadas por la membrana, y 2. La energía eléctrica potencial que se origina con la separación de cargas cuando un protón atraviesa la membrana sin un contraión.

Durante la fosforilación oxidativa se producen especies de oxígeno reactivas. Diversos pasos, en la ruta de reducción del oxígeno en la mitocondria, tienen el potencial para producir radicales libres muy reactivos que pueden dañar a las células. En el paso de electrones desde QH2 hasta el Complejo III, y en el paso de electrones desde el Complejo I a QH2, interviene el radical ·Q– como intermedio. Este radical puede, con una probabilidad baja, pasar un electrón al O2 para generar ·O2– (radical superóxido). El radical superóxido libre así generado, es muy reactivo. Su formación también conduce a la producción del radical hidroxilo libre, ·OH, aún más reactivo. Estas especies de oxígeno reactivas pueden causar estragos reaccionando, y dañar enzimas, lípidos de membrana y ácidos nucleicos. En mitocondrias que respiran activamente, desde un 0,1% hasta un 4% del O2 usado en la respiración, forma radicales superóxido: más de lo suficiente para tener efectos letales sobre una célula, a menos que dicho radical libre se elimine rápidamente.

Las mitocondrias de plantas tienen mecanismos alternativos para oxidar el NADH. Las mitocondrias de plantas proporcionan ATP a la célula durante períodos de poca iluminación, o en la oscuridad, mediante mecanismos completamente análogos a los utilizados por los organismos no fotosintéticos. En presencia de luz, la fuente principal de NADH mitocondrial es una reacción en la que la glicina –generada en un proceso denominado fotorrespiración- se convierte en serina:

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Como se observará posteriormente, las plantas deben realizar esta reacción incluso cuando no necesitan NADH para producir ATP. Para regenerar NAD+ a partir del NADH que no se necesita, las mitocondrias de plantas transfieren electrones directamente desde el NADH hasta la ubiquinona, y desde la ubiquinona directamente al O2, sin pasar por los Complejos III y IV y sus bombas protónicas. En este proceso, la energía que contenía el NADH se disipa en forma de calor, lo que en algunos casos es útil para la planta. A diferencia de la citocromo oxidasa, la QH2 oxidasa no es inhibida por cianuro. La oxidación del NADH resistente al cianuro es, por lo tanto, la característica principal de esta vía de transferencia electrónica única en plantas.

En resumen.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.2) Fosforilación oxidativa: Síntesis de ATP. ¿Cómo se transforma el gradiente de concentración de protones en ATP? Vimos que la transferencia electrónica libera, y la fuerza protón-motriz conserva, energía más que suficiente (unos 200 kJ) por “mol” de par de electrones para impulsar la formación de un mol de ATP, que requiere aproximadamente 50 kJ. La fosforilación oxidativa mitocondrial no plantea, por lo tanto, ningún problema termodinámico. Sin embargo, ¿qué mecanismo químico acopla el flujo de protones con la fosforilación? El modelo quimiosmótico propuesto por Peter Mitchell es el paradigma de este mecanismo. Según dicho modelo, la energía electroquímica inherente a la diferencia en la concentración de protones y a la separación de cargas a través de la membrana mitocondrial interna (la fuerza protón-motriz) impulsa la síntesis de ATP a medida que los protones fluyen de manera pasiva de vuelta hacia la matriz, a través de un poro asociado a la ATP sintasa.

Para resaltar el papel crucial de la fuerza protón-motriz, la ecuación de la síntesis de ATP se puede escribir como:

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Mitchell utilizó el término para describir las reacciones enzimáticas en las que intervienen, simultáneamente, una reacción química y un proceso de transporte. En primer lugar, puede decirse que el consumo de oxígeno y la síntesis de ATP dependen de la presencia de un sustrato oxidable (el succinato, por ejemplo) y de la presencia de ADP y Pi; estando el proceso acoplado a la transferencia electrónica: Como la energía de la oxidación del sustrato es la que impulsa la síntesis de ATP en la mitocondria, los inhibidores del paso de electrones al O2 (cianuro, monóxido de carbono, antimicina A) bloquean la síntesis de ATP. Pero más sorprendente todavía es que lo contrario también se cumple: la inhibición de la síntesis de ATP bloquea la transferencia electrónica en mitocondrias intactas. Este acoplamiento obligatorio se puede demostrar en mitocondrias aisladas, proporcionándoles O2 y sustratos oxidables, pero no ADP. En estas condiciones no puede haber síntesis de ATP y no se da la transferencia electrónica al O2. El acoplamiento entre la oxidación y la fosforilación también puede demostrarse usando oligomicina o venturicidina, antibióticos tóxicos que se unen a la ATP sintasa de la mitocondria. Estos compuestos son inhibidores potenciales de la síntesis de ATP y de la transferencia electrónica al O2 a través de la cadena de transportadores. Como la oligomicina interactúa únicamente con la ATP sintasa, se desprende que la transferencia de electrones y la síntesis de ATP están obligatoriamente acopladas: una reacción no tiene lugar sin la otra. La teoría quimiosmótica explica la dependencia mutua entre la transferencia electrónica y la síntesis de ATP en la mitocondria. Cuando se bloquea el flujo de protones hacia la matriz a través del canal de la ATP sintasa (bloqueo de la síntesis de ATP), no hay otra vía de retorno de dichos protones a la matriz, y su salida continúa –impulsada por la actividad de la cadena respiratoria-, generando un gran gradiente de protones. La fuerza protón-motriz va aumentando, hasta que el costo (energía libre) del bombeo de protones fuera de la matriz en contra de este gradiente, es igual o superior a la energía liberada por la transferencia de electrones desde el NADH al H2O. Llegado este punto, el flujo de electrones debe parar: la energía libre del proceso global de flujo de electrones acoplado a bombeo de protones, es cero y se alcanza el equilibrio. Hay ciertas condiciones y reactivos que desacoplan la oxidación y la fosforilación, sin romper la estructura mitocondrial. Entre los desacopladores químicos se encuentran el 2,4-dinitrofenol (DNP, un desacoplante sintético que se ha usado como pesticida, debido a su alta toxicidad) y el carbonilcianuro-ptrifluorometoxifenilhidrazona (FCCP). Estos desacoplantes son capaces de difundir fácilmente a través de la membrana mitocondrial. Una vez que la forma protonada entró en la matriz mitocondrial, pueden liberar el protón, disipando de este modo el gradiente de protones. Dado que el papel de la transferencia de electrones en la síntesis mitocondrial de ATP es, simplemente, bombear protones para crear el potencial electroquímico de la fuerza protón-motriz, un gradiente de protones creado artificialmente puede reemplazar a la transferencia de electrones como impulsor de la síntesis de ATP. Es decir que: las mitocondrias manipuladas de modo que se cree una diferencia en la concentración de protones y una separación de cargas a través de la membrana interna, sintetizan ATP en ausencia de un sustrato oxidable. La fuerza protón-motriz es suficiente, por sí sola, para impulsar la síntesis de ATP.

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La ‘ATP sintasa’ tiene dos dominios funcionales: Fo y F1. La ATP sintasa mitocondrial es una ATPasa de tipo F, similar en estructura y mecanismo a las ATP sintasas de cloroplastos y bacterias. Este gran complejo enzimático de la membrana mitocondrial interna cataliza la formación de ATP a partir de ADP y Pi, a medida que el flujo de protones va desde el lado P al N de la membrana.

La ATP sintasa, también denominada Complejo V, tiene dos componentes distintos:  

F1: Una proteína periférica de membrana. Fo: Una proteína integral de membrana. El subíndice o indica que es sensible a la oligomicina.

La porción Fo de la ATP sintasa es suficiente para catalizar la transferencia de electrones desde el NADH hasta el O2, pero no se produce un gradiente de protones: Fo tiene un poro protónico por el que los protones se escapan tan rápidamente como son bombeados por la transferencia electrónica, y sin un gradiente de protones no es posible sintetizar ATP. Por otra parte, F1 aislado cataliza la hidrólisis de ATP (reacción inversa a la síntesis), razón por la cual inicialmente se le denominó F1ATPasa. F1 se asocia espontáneamente con Fo, tapando su poro protónico y restaurando la capacidad de las membranas de acoplar la transferencia electrónica a la síntesis de ATP.

En la superficie de F1, el ATP está estabilizado en relación al ADP. Los estudios cinéticos de las velocidades iniciales de la síntesis e hidrólisis de ATP, confirman la conclusión de que la ∆G’º de la síntesis sobre la superficie de la enzima es cercana a cero. A partir de las velocidades medidas de hidrólisis (k1 = 10 s–1) y de síntesis (k–1 = 24 s–1), la constante de equilibrio calculada para la reacción

A partir de esta K’eq, la ∆G’º aparente calculada es cercana a cero. Esto contrasta con la K’eq de unos 105 (∆G’º = –30,5 kJ/mol) para la hidrólisis del ATP libre en solución (no en la superficie de la enzima). ¿A qué se debe esta gran diferencia? La ATP sintasa estabiliza el ATP respecto al ADP y al Pi, uniendo el ATP más fuertemente, liberando la energía suficiente para contrarrestar el efecto de hacer ATP. Las medidas cuidadosas de las constantes de unión muestran que FoF1 une ATP con una afinidad muy alta, y ADP con una afinidad mucho menor. Esta diferencia en las constantes de unión se corresponde a una diferencia en energía de unión de unos 40 kJ/mol, y esta energía impulsa el equilibrio hacia la formación del producto ATP.

El gradiente de protones impulsa la liberación del ATP de la superficie de la enzima. La ATP sintasa equilibra el ATP con ADP + Pi, pero el ATP recién sintetizado no abandona la superficie de la enzima en ausencia de un gradiente de protones. Es el gradiente protónico el que provoca que la enzima libere el ATP de su superficie.

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Cada subunidad β de la ATP sintasa puede adoptar tres conformaciones diferentes. La F1 mitocondrial tiene nueve subunidades de cinco tipos distintos, con la composición α3β3γδε. Cada una de las tres subunidades β tiene un sitio catalítico para la síntesis de ATP. La porción que sobresale de F1 es una esfera aplanada formada por subunidades α y β alternadas, con una ordenación a modo de gajos de naranja. Los polipéptidos que constituyen el tallo se ordenan de manera asimétrica, con un dominio de la única subunidad γ actuando como un eje central que atraviesa F1. Otro dominio de la subunidad γ está asociado con una de las tres subunidades β, la designada β-vacía. Aunque las secuencias de aminoácidos de las tres subunidades β son idénticas, sus conformaciones difieren en parte debido a la asociación de la subunidad γ con sólo una de las tres. Las diferencias en conformación de las subunidades β, se extienden a diferencias en sus sitios de unión de ATP/ADP. El sitio de unión de una subunidad β encaja con ATP (subunidad β-ATP), el de otra encaja con ADP (subunidad β-ADP) y el de la tercera se encuentra vacío (subunidad β-vacía). Esta diferencia en la unión de nucleótidos entre las tres subunidades, es esencial en el mecanismo del complejo. El complejo Fo, que forma el poro protónico, está compuesto por tres subunidades: a, b y c. La proporción de estas subunidades es ab2c10-12. La subunidad c es un polipéptido pequeño (Mr 8000), muy hidrofóbico, que consiste casi exclusivamente en dos hélices transmembrana, con un pequeño lazo que se extiende desde el lado de la matriz de la membrana. El complejo de levadura tiene 10 subunidades c, cada una de las cuales contiene dos hélices transmembrana aproximadamente perpendiculares al plano de la membrana, que se ordenan en dos círculos concéntricos. Las subunidades ε y γ de F1 forman, respectivamente, una especie de pierna y pie que sobresalen desde el lado de abajo de F1 (membrana), sujetándose fuertemente en el anillo que forman las subunidades c.

Se puede combinar la información estructural obtenida en los estudios de F1 bovina y de FoF1 de levadura, para obtener los dibujos esquemáticos de la siguiente página.

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La fuerza protón-motriz suministra energía para el transporte activo. Aunque el papel principal del gradiente de protones mitocondrial es suministrar energía para la síntesis de ATP, la fuerza protón-motriz también sirve para impulsar varios procesos de transporte esenciales para la fosforilación oxidativa. La membrana mitocondrial interna es, generalmente, impermeable a las especies cargadas. Pero hay dos sistemas específicos que transportan:  

ADP y Pi hacia la matriz, y ATP hacia el citosol.

La nucleótido de adenina translocasa, integral de la membrana interna, une ADP3– en el espacio intermembrana y lo transporta a la matriz, en intercambio con una molécula de ATP4– transportada simultáneamente hacia el exterior. Debido a que este cotransportador antiparalelo transporta cuatro cargas negativas hacia fuera a cambio de tres que entran, su actividad viene favorecida por el gradiente electroquímico transmembrana que le proporciona a la matriz una carga neta negativa; la fuerza protón-motriz impulsa el intercambio ATP-ADP. La nucleótido de adenina translocasa es inhibida específicamente por el atractilósido, un glucósido tóxico producido por una especie de cardo. Si se inhibe el transporte de ADP al interior y de ATP al exterior de la mitocondria, no se puede regenerar el ATP citosólico a partir del ADP, lo que explica la toxicidad del atractilósido. Un segundo sistema de transporte de la membrana, esencial para la fosforilación oxidativa, es la fosfato translocasa, que promueve el cotransporte paralelo de un H2PO4– y un H+ al interior de la matriz. Este proceso de transporte también está favorecido por el gradiente de protones transmembrana. Observe que el proceso requiere que un protón pase del lado P al lado N de la membrana interna, consumiendo parte de la energía de la transferencia electrónica.

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Mediante disección suave de la mitocondria con detergentes, puede aislarse un complejo de la ATP sintasa y las dos translocasas, el ATP sintasoma, lo que sugiere que las funciones de estas tres proteínas están fuertemente integradas.

Sistemas de lanzadera envían indirectamente NADH citosólico a la mitocondria, para su oxidación. La NADH deshidrogenasa de la membrana mitocondrial interna de células animales, sólo puede aceptar electrones del NADH de la matriz. Dado que la membrana interna no es permeable al NADH, ¿cómo puede reoxidarse este NADH generado por glucólisis en el citosol a NAD+, por el O2, vía la cadena respiratoria?

Sistemas especiales de lanzadera transportan equivalentes de reducción desde el NADH citosólico hasta las mitocondrias, mediante una ruta indirecta. La lanzadera de NADH más activa, que funciona en las mitocondrias de hígado, riñón y corazón, es la lanzadera del malato-aspartato. Los equivalentes de reducción del NADH citosólico se transfieren, en primer lugar, al oxalacetato citosólico, obteniéndose malato por acción de la malato deshidrogenasa citosólica. El malato así formado pasa a través de la membrana interna, mediante el sistema de transporte del malato-α-cetoglutarato. Dentro de la matriz, los equivalentes de reducción pasan al NAD+ por acción de la malato deshidrogenasa mitocondrial, formando NADH. Este NADH puede pasar electrones de forma directa a la cadena respiratoria. En el paso de este par de electrones al O2 se generan unas 2,5 moléculas de ATP. El oxalacetato citosólico debe regenerarse mediante reacciones de transaminación, así como mediante la actividad de los transportadores de membrana, para empezar otro ciclo de la lanzadera. El músculo esquelético y el cerebro utilizan una lanzadera diferente del NADH, la lanzadera del glicerol 3-fosfato. Difiere de la lanzadera del malato-aspartato en que cede los equivalentes de reducción desde el NADH a la ubiquinona, y de ella al Complejo III, no al Complejo I. Debido a esto, sólo proporciona energía para la síntesis de 1,5 moléculas de ATP por par de electrones. Las mitocondrias de las plantas tienen una NADH deshidrogenasa orientada hacia el exterior, que puede transferir electrones directamente desde el NADH citosólico a la cadena respiratoria al nivel de la ubiquinona. Debido a que esta vía no utiliza el paso por la NADH deshidrogenasa del Complejo I y el movimiento de protones asociado, la cantidad de ATP producida a partir del NADH citosólico es menor que la producida a partir del NADH generado en la matriz.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.3) Fosforilación oxidativa: Regulación. La mayor parte del ATP que se produce en las células aeróbicas es sintetizada por la fosforilación oxidativa. La oxidación completa de una molécula de glucosa a CO2 da lugar a la formación de 30 o 32 ATP. En comparación, la glucólisis en condiciones anaeróbicas (fermentación láctica) genera sólo 2 ATP por glucosa. Es absolutamente esencial que se regule la producción de ATP en la fosforilación oxidativa, para adaptarse a las necesidades fluctuantes de ATP de la célula.

La fosforilación oxidativa está regulada por las necesidades celulares de energía. La tasa respiratoria (consumo de O2) en la mitocondria está bajo una regulación precisa: está generalmente limitada por la disponibilidad de ADP como sustrato de la fosforilación. La concentración intracelular de ADP es una medida del estatus energético de la célula. Con más ADP disponible para la fosforilación oxidativa, aumenta la velocidad de la respiración, lo que da lugar a la regeneración de ATP. La regeneración continúa hasta que la concentración de ATP vuelve a su valor normal, punto en el que la respiración se enlentece. En pocas palabras, el ATP se forma a la misma velocidad en que es requerido por las actividades celulares.

Una proteína inhibidora impide la hidrólisis de ATP durante la hipoxia. Cuando una célula está hipóxica (privada de oxígeno), tal como sucede en un infarto de miocardio o una embolia, cesa la transferencia de electrones al oxígeno y cesa también el bombeo de protones. La fuerza protónmotriz desaparece al poco rato. En estas condiciones, la ATP sintasa podría operar en sentido inverso, hidrolizando ATP para bombear protones hacia el exterior y causando una disminución desastrosa en los niveles de ATP. Esto no se produce gracias a un inhibidor proteico pequeño (84 aminoácidos) llamado IF1, que se une simultáneamente a dos moléculas de ATP sintasa inhibiendo su actividad ATPasa. En una célula sin oxígeno, la principal fuente de ATP es la glucólisis con lo que los ácidos pirúvico o láctico así formados disminuyen el pH en el citosol y en la matriz mitocondrial. Esto favorece a la IF1, que lleva a la inhibición de la actividad ATPasa de la ATP sintasa, impidiendo de este modo la hidrólisis despilfarradora de ATP. Cuando se reanuda el metabolismo aeróbico, se enlentece la formación de pirúvico, el pH del citosol aumenta, se desestabiliza la IF1, y desaparece la inhibición de la ATP sintasa.

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La hipoxia conduce a la producción de ROS, y a varias respuestas de adaptación. En las células hipóxicas se produce un desequilibrio entre la entrada de electrones a la matriz mitocondrial y la transferencia de electrones al oxígeno molecular, lo que da lugar a un incremento en la formación de especies de oxígeno reactivas. Además del sistema de la glutatión peroxidasa, las células tienen otras dos líneas de defensa contra las ROS: 

Una es la regulación de la piruvato deshidrogenasa, enzima que aporta acetil-CoA al ciclo del ácido cítrico. En condiciones hipóxicas, la PDH quinasa fosforila a la PDH mitocondrial, inactivándola y enlenteciendo el suministro de FADH2 y NADH del ciclo de Krebs a la cadena respiratoria.



Una segunda forma de impedir la formación de ROS es el reemplazo de una subunidad del Complejo IV, conocida como COX4-1, por otra subunidad, COX4-2, que está mejor adaptada a las condiciones hipóxicas. Con COX4-1, las propiedades catalíticas del Complejo IV son óptimas para la respiración con concentraciones normales de oxígeno. Con COX4-2, se optimiza el Complejo IV para operar en condiciones hipóxicas.

Los cambios en la actividad PDH y en el contenido de COX4-2 del Complejo IV, están promovidos por HIF-1, el factor inducible por la hipoxia. HIF-1 se acumula en las células hipóxicas y, actuando como factor de transcripción, desencadena un aumento en la síntesis de PDH quinasa, COX4-2, y una proteasa que degrada COX4-1. Recuerde que HIF-1 también interviene en los cambios en el transporte de glucosa. Cuando estos mecanismos para contrarrestar las ROS son insuficientes, la función mitocondrial está en peligro. Se cree que las lesiones mitocondriales intervienen en el envejecimiento, el fallo cardíaco, ciertos casos raros de diabetes y varias enfermedades genéticas que afectan al sistema nervioso.

Las rutas de formación de ATP están reguladas de forma coordinada. Las principales rutas catabólicas tienen mecanismos reguladores engranados y concertados que les permiten funcionar conjuntamente, en una forma económica y autorreguladora, para la producción de ATP y precursores biosintéticos. Las concentraciones relativas de ATP y ADP controlan no sólo las velocidades de transferencia electrónica y fosforilación oxidativa, sino también las velocidades del ciclo de Krebs, oxidación del piruvato y glucólisis. Dondequiera que haya un incremento en el consumo de ATP, aumentan las velocidades de transferencia electrónica y de fosforilación oxidativa. Simultáneamente, aumenta la velocidad de oxidación del piruvato vía ciclo de Krebs, aumentando el flujo de electrones hacia la cadena respiratoria. Estos procesos pueden, a su vez, provocar un aumento en la velocidad de glucólisis, aumentando la velocidad de formación del piruvato. Cuando por la conversión de ADP en ATP disminuye la concentración de ADP, el control por aceptor hace más lenta la transferencia de electrones y con ello la fosforilación oxidativa. La glucólisis y el ciclo de Krebs también disminuyen su velocidad, porque el ATP es un inhibidor alostérico de la fosfofructoquinasa-1 y de la piruvato deshidrogenasa. La fosfofructoquinasa-1 también es inhibida por el citrato, el primer intermediario del ciclo de Krebs. Cuando el ciclo está en “reposo”, el citrato se acumula en la mitocondria y a continuación se transporta al citosol. Cuando aumentan las concentraciones de ATP y citrato, se produce una inhibición alostérica concertada de la fosfofructoquinasa-1 que es mayor que la suma de sus efectos individuales, disminuyendo la velocidad de la glucólisis.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.4) Fotosíntesis: Captación de la energía luminosa. Además de la fosforilación oxidativa, existe otra secuencia de reacciones en la que se acopla el flujo de electrones a la síntesis de ATP: la fosforilación impulsada por la luz. La captación de energía solar por organismos fotosintéticos, y su conversión en la energía química de compuestos orgánicos reducidos, es la fuente última de casi toda la energía biológica. Los organismos fotosintéticos y los heterótrofos viven en un estado estacionario equilibrado en la biósfera. Los organismos fotosintéticos atrapan la energía solar, formando ATP y NADPH, que utilizan como fuentes de energía para fabricar glúcidos y otros compuestos orgánicos a partir de CO2 y H2O. De forma simultánea desprenden O2 a la atmósfera. Los heterótrofos aeróbicos (los humanos, por ejemplo, así como las plantas durante los períodos oscuros) utilizan este O2 atmosférico para degradar los productos orgánicos ricos en energía de la fotosíntesis, generando ATP y liberando CO2 y H2O. Así, el CO2 vuelve a la atmósfera para ser utilizado de nuevo por los organismos fotosintéticos. De este modo, la energía solar proporciona la fuerza motriz para la ciclación continua del CO2 y el O2 a través de la biósfera, y proporciona los sustratos reducidos (combustibles tales como la glucosa) de los que dependen los organismos no fotosintéticos. La fotosíntesis se da en diversidad de bacterias y eucariotas unicelulares (algas), así como en las plantas vasculares. Aunque los procesos que se dan en esta diversidad de organismos difieran en detalle, la base de los mecanismos es notablemente similar, y una gran parte de nuestro conocimiento sobre la fotosíntesis en plantas vasculares procede del estudio de organismos más simples. En plantas vasculares, la ecuación global de la fotosíntesis describe una reacción de oxidación-reducción en la que el H2O cede electrones (en forma de hidrógeno) para la reducción del CO2 a glúcido (CH2O):

Características generales de la fotofosforilación. A diferencia del NADH (el principal dador de electrones de la fosforilación oxidativa), el H2O es un dador electrónico pobre: su potencial de reducción estándar es 0,816 V, en comparación con –0,320 V para el NADH. Por ello, la fotofosforilación difiere de la fosforilación oxidativa en que necesita el aporte de energía en forma de luz para crear un buen dador electrónico. En la fotofosforilación, al igual que en la fosforilación oxidativa, los electrones fluyen a través de una serie de transportadores ligados a membrana (citocromos, quinonas, proteínas ferro-sulfuradas…) al tiempo que se bombean protones a través de dicha membrana para crear un potencial electroquímico. La transferencia de

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electrones y el bombeo de protones están catalizados por complejos de membrana homólogos en estructura y función al Complejo III de la mitocondria. Como en la fosforilación oxidativa, el potencial electroquímico que producen la transferencia y el bombeo es la fuerza motriz para la síntesis de ATP (a partir de ADP y Pi). Dicha síntesis es catalizada por un complejo ATP sintasa muy similar al que funciona en la fosforilación oxidativa, también ligado a la membrana. La fotosíntesis en plantas abarca dos procesos (fases): 1. Reacciones dependientes de la luz (o reacciones luminosas): Sólo tienen lugar cuando se iluminan las plantas. La clorofila y otros pigmentos de las células fotosintéticas absorben energía luminosa, conservándola en forma de ATP y NADPH. Simultáneamente, se elimina O2. Más específicamente: debido a la fotoquímica resultante de la absorción de luz, el H2O se transforma en un buen dador electrónico, cediendo electrones a los transportadores unidos a membrana, y produciendo NADPH, ATP y O2. 2. Reacciones de asimilación de carbono (o reacciones de fijación de carbono): También denominadas, inadecuadamente, reacciones oscuras. Son impulsadas por productos de las reacciones luminosas. Se utilizan la energía del ATP y los electrones del NADPH para reducir CO2 y formar triosas fosfato, almidón y sacarosa, además de otros productos derivados de los mismos.

Características generales de la fotofosforilación. En plantas, la fotosíntesis tiene lugar en los cloroplastos. En las células eucarióticas fotosintéticas, tanto las reacciones dependientes de la luz como las de fijación de carbono tienen lugar en los cloroplastos: orgánulos intracelulares limitados por una membrana, y variables en forma. Al igual que las mitocondrias, los cloroplastos están rodeados por dos membranas: una membrana externa que es permeable a pequeñas moléculas e iones, y una membrana interna impermeable que encierra el compartimiento interno. El compartimiento interno contiene muchas vesículas, o sacos aplanados y rodeados de membrana, denominados tilacoides. Los tilacoides están normalmente agrupados en forma de pilas denominadas grana.

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Los pigmentos fotosintéticos y los complejos enzimáticos que llevan a cabo las reacciones luminosas y la síntesis de ATP, están incrustados en las membranas de los tilacoides, comúnmente denominadas lamelas. La fase acuosa encerrada por la membrana interna, denominada estroma, contiene la mayor parte de las enzimas requeridas para las reacciones de asimilación de carbono.

Características generales de la fotofosforilación. En los cloroplastos, la luz impulsa un flujo de electrones. Robert Hill descubrió que cuando se iluminan extractos de hoja que contienen cloroplastos, (1) se desprende O2 y (2) se reduce un aceptor de electrones no biológico añadido al medio, según la reacción de Hill:

Un reactivo de Hill, el colorante 2,6-dicloro fenolindofenol, es azul en su forma oxidada (A), e incoloro en su forma reducida (AH2), siendo por ello fácil seguir la reacción.

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Cuando se iluminaba el extracto de hojas suplementado con el colorante, el color azul se volvía incoloro al tiempo que se desprendía O2. En la oscuridad, ni se desprendía O2 ni se reducía el colorante. Ésta fue la primera prueba de que la energía luminosa absorbida hace que fluyan los electrones desde el H2O hasta un aceptor electrónico. Además, Hill observó que no se requería CO2 para esta reacción: podía disociarse el desprendimiento de O2 de la reducción del CO2. Varios años más tarde, Severo Ochoa descubrió que el NADP+ es el aceptor electrónico biológico en los cloroplastos, según la ecuación:

Para comprender este proceso fotoquímico, primero tenemos que considerar los efectos de la absorción de la luz sobre la estructura molecular.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.5) Fotosíntesis: Absorción de la luz. La luz visible es radiación electromagnética de longitud de onda entre 400 y 700 nm (yendo desde el violeta al rojo), que es una pequeña parte del espectro electromagnético. La energía de un fotón individual (un cuanto de luz) es mayor en el extremo violeta del espectro que en el rojo: longitudes de onda menores (y mayor frecuencia) corresponden a una mayor energía. La energía, E, de un fotón individual viene dada por la ecuación de Planck:

La energía de un fotón de luz visible va desde 150 kJ/einstein para la luz roja, hasta aproximadamente 300 kJ/einstein para la luz violeta.

Las moléculas que absorben fotones se denominan cromóforos. Cuando un cromóforo absorbe un fotón, un electrón se eleva a un nivel energético superior. Esto sucede según un proceso de todo o nada: para ser absorbido, el fotón debe contener una cantidad de energía (un cuanto) que iguale exactamente a la energía de la transición electrónica. Una molécula que absorbió un fotón se encuentra en un estado excitado que, en general, es inestable. Los electrones elevados a orbitales de energía superiores, suelen volver rápidamente a sus orbitales de menor energía: la molécula excitada decae al estado basal (o estado fundamental) estable, dejando ir al cuanto absorbido en forma de luz o calor, o utilizándolo para realizar trabajo químico. La luz emitida durante el decaimiento de las moléculas excitadas, denominada fluorescencia, es siempre de una longitud de onda superior (menor energía) que la de la luz absorbida. Un modo alternativo de decaimiento, importante en la fotosíntesis, implica la transferencia directa de la energía de excitación desde una molécula excitada a una molécula vecina. De la misma manera que el fotón es

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un cuanto de energía luminosa, el excitón es un cuanto de energía pasada desde una molécula excitada a otra molécula, en un proceso denominado transferencia de excitón.

Las clorofilas absorben energía luminosa para la fotosíntesis. Los pigmentos más importantes que absorben luz en las membranas de los tilacoides son las clorofilas: pigmentos verdes con estructuras policíclicas planas que se parecen a la protoporfirina de la hemoglobina, excepto en que la posición central está ocupada por Mg2+ en lugar de Fe2+.

Los cuatro átomos de nitrógeno orientados hacia el interior de la clorofila están coordinados con el Mg2+. Todas las clorofilas tienen una cadena lateral larga de fitol, esterificado a un grupo carboxilo sustituyente del anillo IV. Además, las clorofilas tienen un quinto anillo de cinco átomos que no está presente en el hemo. El sistema de cinco anillos heterocíclicos que rodea al Mg2+ tiene una estructura poliénica extendida con enlaces sencillos y dobles alternantes. Este tipo de polienos muestra una absorción fuerte característica en la región visible del espectro: las clorofilas tienen coeficientes de absorción molar anormalmente elevados, por lo que están especialmente capacitadas para absorber la luz visible durante la fotosíntesis.

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Los cloroplastos siempre contienen clorofila a y clorofila b. Aunque las dos son verdes, sus espectros de absorción son lo suficientemente diferentes como para que los dos pigmentos complementen sus gamas de absorción de la luz en la región visible. La mayoría de las plantas contienen, aproximadamente, el doble de clorofila a que de clorofila b. Los pigmentos de las algas y de las bacterias fotosintéticas contienen clorofilas que sólo difieren ligeramente de los pigmentos de las plantas. Las clorofilas están asociadas a proteínas de unión específicas, formando complejos de captación de la luz (LHC, de light-harvesting complexes). En los LHC, las moléculas de clorofila están en posiciones fijas con respecto a otras moléculas de clorofila, con respecto a otros complejos proteicos y con respecto a la membrana. Ej.: La estructura detallada del complejo LHCII contiene siete moléculas de clorofila a, cinco de clorofila b, y dos del pigmento accesorio luteína. Las cianobacterias y las algas rojas utilizan ficobilinas (tales como la ficoeritrobilina y la ficocianobilina) como pigmentos capturadores de luz. Estos tetrapirroles de cadena abierta –lineales- tienen el sistema poliénico extendido que se encuentra en las clorofilas, pero no su estructura cíclica ni su Mg2+ central. Las ficobilinas están unidas covalentemente a proteínas de unión específicas, formando ficobiliproteínas. A su vez, las ficobiliproteínas se asocian en complejos altamente ordenados llamados ficobilisomas: las principales estructuras de captación de luz en estos microorganismos.

Los pigmentos accesorios aumentan la gama de absorción lumínica. Además de clorofilas, las membranas tilacoides contienen carotenoides: pigmentos secundarios que también absorben luz, a veces denominados pigmentos accesorios. Los carotenoides pueden ser amarillos, rojos o púrpuras. Los más importantes son:  

El β-caroteno: Un compuesto isoprenoide rojo anaranjado, y La luteína (o xantófila): Un carotenoide amarillo.

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La determinación experimental de la efectividad de la luz de diferentes colores para promover la fotosíntesis, da lugar a un espectro de acción. Así, al capturar luz en una región del espectro no utilizada por otros organismos, un organismo fotosintético puede reclamar un nicho ecológico propio. Ej.: Las ficobilinas, presentes en algas rojas y en cianobacterias, absorben luz en la región de 520 a 630 nm. Como consecuencia de esto, las algas rojas y las cianobacterias pueden vivir en nichos en los que la luz de longitudes de onda mayores o menores es filtrada por el agua, o por los pigmentos de otros organismos que viven en el agua por encima de ellos.

La clorofila canaliza la energía absorbida a ‘centros de reacción’, mediante transferencia de excitones. Los pigmentos de las membranas tilacoides están dispuestos en conjuntos funcionales denominados fotosistemas. En los cloroplastos de espinaca, por ejemplo, cada fotosistema contiene unas 200 moléculas de clorofila, y unas 50 moléculas de carotenoides. Todas las moléculas de pigmento de un fotosistema pueden absorber fotones, pero sólo unas pocas moléculas de clorofila asociadas al centro de reacción fotoquímico están especializadas en transducir la energía luminosa en energía química. Las otras moléculas de pigmento de un fotosistema se denominan moléculas capturadoras de luz o moléculas antena. Absorben energía luminosa, y la transmiten rápida y eficientemente hasta el centro de reacción.

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En los complejos captadores de luz, las moléculas de clorofila tienen propiedades de absorción lumínica que son sutilmente diferentes a las de la clorofila libre: Cuando las moléculas de clorofila aisladas in vitro se excitan por la luz, la energía absorbida se libera rápidamente en forma de fluorescencia y calor. Cuando la clorofila en hojas intactas se excita por la luz, se observa muy poca fluorescencia. Lo que ocurre es una transferencia directa de energía, desde la clorofila antena excitada hasta una molécula de clorofila vecina, que queda excitada al tiempo que la primera molécula vuelve a su estado fundamental. Esta transferencia de energía (transferencia de excitones) se repite a un tercer, cuarto o posterior vecino, hasta que es excitado uno de los integrantes de un par especial de moléculas de clorofila a en el centro de reacción fotoquímico. En esta molécula de clorofila excitada, se promueve el paso de un electrón a un orbital de energía superior. Este electrón pasa, a continuación, a un aceptor electrónico vecino que forma parte de la cadena de transferencia electrónica (un aceptor primario), dejando la clorofila del centro de reacción con un electrón menos (un hueco electrónico). El aceptor electrónico adquiere una carga negativa en esta transacción. El electrón perdido por la clorofila del centro de reacción, es reemplazado por un electrón de una molécula vecina dadora de electrones, que queda de este modo cargada positivamente. De esta forma, la excitación por la luz produce una separación de carga eléctrica, e inicia una cadena de oxidación-reducción. Un dador de electrones pobre fue transformado en uno mejor.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.6) El acontecimiento fotoquímico central: El flujo electrónico impulsado por la luz. La transferencia de electrones impulsada por la luz en los cloroplastos de las plantas, durante la fotosíntesis, se consigue gracias a sistemas multienzimáticos presentes en las membranas de los tilacoides.

Las bacterias tienen uno de dos tipos de centros de reacción fotoquímicos individuales. La iluminación de las membranas fotosintéticas de la bacteria púrpura Rhodospirillum rubrum, con un pulso de luz de una longitud de onda específica (870 nm), origina una disminución temporal en la absorción de la luz a aquella longitud de onda: un pigmento se “decolora” por la luz de 870 nm. Existen decoloraciones similares de los pigmentos de los cloroplastos de plantas, por la luz de 680 y 700 nm. Además, la adición del aceptor de electrones no biológico denominado ferricianuro, [Fe(CN)6]3–, origina la decoloración a esas longitudes de onda pero sin iluminación. Estas decoloraciones de los pigmentos se deben a la pérdida de un electrón de un centro de reacción fotoquímico. Estos pigmentos se designaron en función de la longitud de onda de máxima decoloración: P870, P680 y P700. Las bacterias fotosintéticas poseen una maquinaria de fototransducción relativamente sencilla, con uno de entre dos tipos generales de centros de reacción. 

Uno de los tipos –encontrado en bacterias púrpuras- pasa los electrones a través de la feofitina, hasta una quinona. La feofitina es una clorofila que no contiene el ión Mg2+ central. Se le denomina centro de reacción Tipo II.



El otro centro de reacción –encontrado en bacterias verdes del azufre- pasa los electrones a través de una quinona, hasta un centro ferro-sulfurado. Se le denomina centro de reacción Tipo I.

Las cianobacterias y las plantas, por otra parte, tienen dos fotosistemas que actúan en tándem:  

PSI (o Fotosistema I): Excitado por luz a 700 nm, y cuyo centro de reacción es el pigmento P700. PSII (o Fotosistema II): Excitado por luz a 680 nm, y cuyo C.R. es el pigmento P680.

Pasaremos, directamente, al estudio de estos dos últimos fotosistemas y de su participación en la fotosíntesis de las plantas superiores. Por otra parte, queda pendiente el estudio de los dos centros de reacción de bacterias; material que puede encontrarse en el Lehninger. Su comprensión puede servir, a modo de preludio, para entender con mayor profundidad el funcionamiento de los sistemas de fototransducción más complejos de las plantas superiores.

En las plantas, dos centros de reacción actúan en tándem. La maquinaria fotosintética de las cianobacterias modernas, algas y plantas vasculares, es más compleja que los sistemas bacterianos de un único centro, y parece que ha evolucionado a través de la combinación de dos fotocentros bacterianos más sencillos. Las membranas tilacoides de los cloroplastos tienen dos diferentes clases de fotosistemas, cada uno de ellos con su propio tipo de centro de reacción fotoquímico y con un conjunto de moléculas antena.

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Los dos sistemas tienen funciones distintas y complementarias: El Fotosistema II (PSII) es un sistema tipo feofitina-quinona, que contiene cantidades aproximadamente iguales de clorofilas a y b. La excitación de su centro de reacción, P680, impulsa electrones a través del complejo del citocromo b6f con el movimiento concomitante de protones a través de la membrana del tilacoide. El Fotosistema I (PSI) está estructural y funcionalmente relacionado con el centro de reacción Tipo I de las bacterias verdes del azufre. Tiene un centro de reacción designado P700 y una elevada proporción de clorofila a respecto a clorofila b. El P700 excitado pasa electrones a una proteína Fe-S, denominada ferredoxina, y a continuación al NADP+, produciendo NADPH. Estos dos centros de reacción actúan en tándem para catalizar el movimiento de electrones impulsado por la luz, desde el H2O hasta el NADP+. Los electrones son transportados de un fotosistema al otro por la proteína soluble plastocianina: una proteína transportadora de un único electrón, que contiene Cu, y es funcionalmente similar al citocromo c de la mitocondria. Las cianobacterias y las plantas oxidan H2O (del mismo modo que las bacterias verdes del azufre oxidan H2S) para reemplazar los electrones que se trasladan desde el PSII hasta el PSI y finalmente hasta el NADP+. Debido a esto es que se produce O2. Este proceso se conoce como fotosíntesis oxigénica, para distinguirlo de la fotosíntesis anoxigénica de las bacterias púrpuras y verdes del azufre. Todas las células fotosintéticas que desprenden O2 (las de plantas, algas y cianobacterias) contienen PSI y PSII: los organismos con un único fotosistema no desprenden O2.

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El anterior diagrama suele ser llamado esquema en Z, debido a su forma global. Representa la ruta del flujo electrónico entre los dos fotosistemas, así como las relaciones energéticas de las reacciones luminosas. Así, el esquema en Z describe la ruta completa por la que fluyen los electrones, desde el H2O hasta el NADP+, según la ecuación:

Por cada dos fotones absorbidos (uno por cada fotosistema), se transfiere un electrón desde el H2O hasta el NADP+. Para formar una molécula de O2, formación que requiere la transferencia de cuatro electrones (desde dos H2O hasta dos NADP+), se debe absorber un total de ocho fotones: cuatro para cada fotosistema.

Los detalles mecanísticos de las reacciones fotoquímicas en PSII y PSI, son bastante similares a las de los dos fotosistemas bacterianos. Dos proteínas muy similares, D1 y D2, forman un dímero casi simétrico en PSII: a este dímero están unidos todos los cofactores transportadores de electrones.

En PSII, la excitación de P680 genera P680*, un excelente dador de electrones. En picosegundos, el P680* transfiere un electrón a la feofitina, dándole una carga negativa (Pheo–). Con la pérdida de su electrón, el P680* se transforma en un radical catiónico: P680+.

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Luego, Pheo– pasa muy rápidamente su electrón extra a una plastoquinona: PQA (también llamada QA). PQA está unida a una proteína que, a su vez, transfiere el electrón a otra quinona: PQB (o QB), unida más débilmente a dicha proteína. Cuando PQB adquirió dos electrones en dos transferencias de este tipo (a partir de PQA), y dos protones del agua disolvente, se encuentra en su forma quinol totalmente reducida: PQBH2 (plastoquinol). La reacción global iniciada por la luz en PSII es, por lo tanto:

Finalmente, los electrones de PQBH2 pasan a través del complejo del citocromo b6f. El electrón que fue eliminado inicialmente de P680, es reemplazado por un electrón obtenido de la oxidación del agua, tal como se describe más adelante (y como puede observarse en el esquema en Z). En el PSI, el centro de reacción P700 también ha sido excitado por un fotón. Los acontecimientos fotoquímicos que siguen a esta excitación de PSI en el centro de reacción P700, son formalmente parecidos a los de PSII. En primer lugar, el centro de reacción excitado P700* cede un electrón a un aceptor, A0: se cree que es una forma especial de clorofila, funcionalmente homóloga a la feofitina de PSII. Así, se genera A0– y P700+: una vez más, la excitación genera la separación de cargas en el centro de reacción fotoquímico. P700+ es un agente oxidante fuerte, que capta rápidamente un electrón de la plastocianina, el nexo entre el PSII y el PSI. A0– es un agente reductor excepcionalmente fuerte, que pasa su electrón a través de una cadena de transportadores que llega finalmente al NADP+. En primer lugar, lo cede a la filoquinona (A1). Luego, la A1 cede este electrón a una proteína ferro-sulfurada (Fe-S): específicamente a través de tres centros Fe-S de PSI. Esta proteína ferro-sulfurada está débilmente asociada a la membrana del tilacoide. Luego, el electrón pasa a la ferredoxina (Fd), otra proteína ferro-sulfurada también asociada débilmente a la membrana del tilacoide. El cuarto transportador electrónico de la cadena, es la flavoproteína ferredoxina:NADP+ oxidorreductasa (Fd:NADP+ oxidorreductasa), que transfiere electrones desde la ferredoxina reducida (Fdred) hasta el NADP+:

El complejo del citocromo b6f une los fotosistemas II y I. Los electrones almacenados temporalmente en el plastoquinol, se transportan a P700 de PSI mediante el complejo del citocromo b6f y mediante la proteína soluble plastocianina. Al igual que el Complejo III de la mitocondria, el complejo del citocromo b6f contiene:   

Un citocromo del tipo b con dos grupos hemo (bH y bL), Una proteína ferro-sulfurada de Rieske, y El citocromo f (del latín frons, que significa hoja).

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Al igual que el Complejo III de la mitocondria, el citocromo b6f traspasa los electrones de una quinona reducida, un transportado de dos electrones móvil y liposoluble (Q en mitocondria, PQB en cloroplastos), hasta una proteína hidrosoluble que transporta un único electrón (citocromo c en la mitocondria, plastocianina en los cloroplastos). Al igual que en las mitocondrias, en la función de este complejo interviene un ciclo Q en el que los electrones pasan, de uno en uno, desde PQBH2 al citocromo b6. Como resultado de este ciclo se bombean protones a través de la membrana: En los cloroplastos, la dirección del movimiento protónico es desde el compartimiento del estroma hasta la luz del tilacoide, desplazándose hasta cuatro protones por cada par de electrones. El resultado es la producción de un gradiente de protones a través de la membrana del tilacoide, a medida que pasan los electrones desde PSII a PSI. Dado que el volumen de la luz aplanada del tilacoide es pequeño, la entrada de un número pequeño de protones tiene un efecto relativamente grande sobre el pH de la luz. La diferencia de pH determinada entre el estroma (pH 8) y la luz del tilacoide (pH 5), representa una diferencia de 1000 veces en la concentración de protones: una importante fuerza motriz para la síntesis de ATP.

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El flujo cíclico de electrones entre PSI y el complejo del citocromo b6f aumenta la producción de ATP en relación a la de NADPH. El flujo electrónico desde PSII a través del complejo del citocromo b6f y, a continuación, a través de PSI hasta el NADP+, se suele denominar flujo electrónico no cíclico. Esto, para diferenciarlo del flujo electrónico cíclico que tiene lugar en proporciones variables que dependen principalmente de las condiciones lumínicas. En el flujo electrónico cíclico sólo interviene PSI, y no interviene PSII. Los electrones que pasan desde P700 a la ferredoxina no continúan hasta el NADP+, sino que vuelven a la plastocianina a través del complejo b6f. Entonces, la plastocianina cede electrones al P700, que los transfiere a la ferredoxina. Así, los electrones se ciclan continuamente, a través del complejo del citocromo b6f y del centro de reacción de PSI, siendo el electrón impulsado alrededor del ciclo por la energía de un fotón. El flujo electrónico cíclico no va acompañado de la formación neta de NADPH, ni del desprendimiento de O2. Pese a esto, sí va acompañado del bombeo de protones por el complejo del citocromo b6f: es decir, produciéndose la fosforilación de ADP a ATP, en lo que se denomina la fotofosforilación cíclica. La ecuación global de la reacción para el flujo cíclico de electrones y la fotofosforilación cíclica es:

Al regular el reparto de electrones entre la reducción del NADP+ y la fotofosforilación cíclica, una planta ajusta la proporción de ATP a NADPH producidos en las reacciones dependientes de la luz, para así cubrir las necesidades de estos productos en las reacciones de fijación de carbono y en otros procesos biosintéticos. Así, el flujo electrónico a través de los fotosistemas produce ATP y NADPH en una proporción aproximada de 3:2, respectivamente. ¿Cuál es el sentido de esto? Las reacciones de asimilación de carbono necesitan ATP y NADPH en dicha relación 3:2. El flujo cíclico, en cambio, sólo produce ATP, y permite que exista una variabilidad en las proporciones de ATP y NADPH formados. Esta regulación de las rutas de transferencia de electrones constituye una parte de una adaptación a corto plazo a los cambios en el color (longitud de onda) y cantidad (intensidad) de la luz.

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El agua es escindida por el complejo que desprende oxígeno. El agua es la fuente última de los electrones que pasan al NADPH en la fotosíntesis de plantas (fotosíntesis oxigénica). Una vez cedido un electrón a la feofitina, el P680* debe adquirir un electrón para volver a su estado basal, y así prepararse para la captura de otro fotón. En principio, el electrón requerido podría provenir de un gran número de compuestos orgánicos o inorgánicos. Las bacterias fotosintéticas utilizan diversos dadores electrónicos con este fin: acetato, succinato, malato o sulfuro. Hace unos tres mil millones de años, la evolución de las bacterias fotosintéticas primitivas (los progenitores de las cianobacterias actuales) produjeron un fotosistema capaz de tomar electrones de un dador que está siempre disponible: el agua. Se rompen dos moléculas de agua, que dan cuatro electrones, cuatro protones, y oxígeno molecular:

Pero un fotón aislado de luz visible no posee la energía suficiente para romper los enlaces del agua: para esta reacción de ruptura fotolítica se necesitan cuatro fotones. Los cuatro electrones extraídos del agua no pasan directamente al P680*, que sólo puede aceptar un electrón por vez. Para solucionar esto existe un notable sistema molecular: el complejo desprendedor de oxígeno (también llamado complejo de escisión del agua). En este sistema molecular, el dador electrónico inmediato del P680* es un residuo Tyr (a menudo representado mediante el símbolo Z, o TyrZ) de la subunidad proteica D1 del centro de reacción de PSII. El residuo Tyr pierde un protón y un electrón, generando un radical libre de Tyr eléctricamente neutro, ·Tyr:

El radical Tyr recupera tanto el electrón como el protón perdidos, mediante la oxidación de un agrupamiento de cuatro iones manganeso en el complejo de escisión del agua. Con cada transferencia electrónica sencilla, el agrupamiento de Mn queda más oxidado; cuatro transferencias electrónicas simples, correspondiente cada una a la absorción de un fotón, produce una carga de 4+ sobre el complejo de Mn:

En este estado, el complejo de Mn puede tomar cuatro electrones de un par de moléculas de agua, liberando 4 protones y O2:

Ya que los cuatro protones producidos en esta reacción se liberan en la luz del tilacoide, el complejo liberador de oxígeno actúa como una bomba de protones, impulsada por transferencia de electrones. La suma de las ecuaciones

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es:

El complejo de escisión del agua está asociado con una proteína periférica de membrana del lado de la luz del tilacoide, que estabiliza el agrupamiento de cuatro iones Mn (en diversos estados de oxidación), un ión Ca2+, cinco átomos de oxígeno y un ión Cl– con una geometría precisa. No se conocen bien los cambios químicos que tienen lugar, pero su química es esencial para la vida en la tierra y es de gran interés por el reto que representa para la química bioinorgánica. El manganeso puede existir en estados de oxidación estables desde +2 a +7, por lo que un agrupamiento de cuatro iones Mn puede ciertamente dar o aceptar cuatro electrones. La determinación de la estructura del centro polimetálico ha inspirado varias hipótesis razonables sujetas a comprobación.

Organización de los componentes de los fotosistemas en la membrana tilacoide. La distribución de PSI y PSII, de la ATPasa y del complejo del citocromo bf en las membranas tilacoides, no es aleatoria.  

El fotosistema I y la ATP sintasa están excluidos de las regiones con membrana densamente apilada. El fotosistema II y el complejo de la citocromo bf abundan en regiones de empaquetamiento apretado.

Esta separación de PSI y PSII impide que la energía absorbida por PSII sea transferida directamente a PSI, al tiempo que se coloca a PSI en las regiones de mayor accesibilidad al NADP+.

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10. Fosforilación oxidativa y fotofosforilación. 10.7) Fotofosforilación: Síntesis de ATP. Las actividades combinadas de los dos fotosistemas de plantas transportan electrones desde el agua hasta el NADP+, conservando parte de la energía de la luz absorbida en forma de NADPH. Simultáneamente, se bombean protones a través de las membranas de los tilacoides y la energía se conserva en forma de potencial electroquímico. A continuación, inicia el proceso por el cual este gradiente de protones impulsa la síntesis de ATP: el otro producto conservador de la energía de las reacciones dependientes de la luz. Dicha síntesis de ATP a partir de ADP y Pi, es catalizada por las ATP sintasas de la membrana tilacoide. El conjunto de estos pasos constituyen la fotofosforilación, que forma parte de la fase luminosa de la fotosíntesis: la energía necesaria es proporcionada por la luz, captada por los pigmentos fotosintéticos.

Un gradiente de protones acopla el flujo electrónico con la fosforilación. Varias propiedades de la transferencia electrónica fotosintética y de la fotofosforilación en cloroplastos, indican que un gradiente de protones juega el mismo papel que en la fosforilación oxidativa mitocondrial: 1. Los centros de reacción, transportadores electrónicos y enzimas formadoras de ATP, están localizados en una membrana impermeable a los protones: en este caso, en la membrana del tilacoide, que debe estar intacta para llevar a cabo la fotofosforilación. 2. La fotofosforilación se puede desacoplar del flujo electrónico, mediante reactivos que promueven el paso de protones a través de la membrana del tilacoide. 3. La fotofosforilación se puede bloquear por la venturicidina, así como por otros agentes similares que inhiben la formación de ATP a partir de ADP y Pi por la ATP sintasa de las mitocondrias. 4. La síntesis de ATP es catalizada por complejos FoF1 localizados en la superficie exterior de la membrana del tilacoide, que son estructural y funcionalmente muy semejantes a los complejos FoF1 de las mitocondrias. Las moléculas transferidoras de electrones en la cadena de transportadores que interconecta PSII con PSI, están orientadas de forma asimétrica en la membrana del tilacoide, por lo que el flujo de electrones fotoinducido da lugar a un movimiento neto de protones a través de la membrana, desde el lado del estroma a la luz del tilacoide. Una gradiente de pH a través de la membrana del tilacoide (exterior alcalino) proporciona la fuerza motriz para generar ATP: al igual que en la fosforilación oxidativa mitocondrial, ocurre una transducción de la energía de la transferencia electrónica en energía química del ATP.

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Se ha establecido la estequiometría aproximada de la fotofosforilación. A medida que los electrones se desplazan desde el agua hasta el NADP+, se mueven unos 12 H+ desde el estroma hasta la luz del tilacoide por cada cuatro electrones pasados (es decir, por cada O2 formado). Cuatro de esos protones se desplazan por el complejo que desprende oxígeno, y hasta ocho por el complejo del citocromo b6f. El resultado cuantitativo es una diferencia de 1000 veces en la concentración de protones a través de la membrana del tilacoide (∆pH = 3). La energía que se almacena en un gradiente de protones –el potencial electroquímico- tiene dos componentes: una diferencia en concentración de protones (∆pH) y un potencial eléctrico (∆ψ) originado en la separación de cargas. En los cloroplastos, el componente dominante es ∆pH; aparentemente, el movimiento de contraiones disipa la mayor parte del potencial eléctrico. En cloroplastos iluminados, la energía almacenada en el gradiente de protones, por mol de protones, es:

De tal modo que el movimiento de 12 moles de protones a través de la membrana del tilacoide representa la conservación de aproximadamente 200 kJ de energía, suficiente para impulsar la síntesis de varios moles de ATP (∆G’º = 30,5 kJ/mol). Las medidas experimentales dan valores de unos 3 ATP por O2 producido.

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Para dirigir cuatro electrones desde el H2O hasta el NADPH, se deben absorber al menos ocho fotones (un fotón por electrón en cada centro de reacción). La energía de ocho fotones de luz visible es más que suficiente para generar la síntesis de 3 moléculas de ATP. La síntesis de ATP no es la única reacción de conservación energética de la fotosíntesis en las plantas: el NADPH formado en la transferencia electrónica final también es rico energéticamente, al igual que lo es su análogo próximo NADH. La reacción global para la fotofosforilación no cíclica es:

La ATP sintasa de los cloroplastos es como la de la mitocondria. La enzima responsable de la síntesis de ATP en los cloroplastos es un gran complejo con dos componentes funcionales: CFo y CF1. La C denota la localización: los cloroplastos. CFo es un poro protónico transmembrana, compuesto por varias proteínas integrales de membrana, y es homólogo del Fo mitocondrial. CF1 es un complejo de proteína periférica de membrana, muy similar en composición de subunidades, estructura y función, a la F1 mitocondrial. La microscopía electrónica de cloroplastos seccionados, muestra complejos de ATP sintasa en forma de proyecciones en forma de pomo en la superficie exterior (del estroma, o N) de las membranas de los tilacoides, que se corresponden con los complejos de ATP sintasa que se proyectan sobre la superficie interior (matriz, o N) de la membrana mitocondrial interna. Así, la relación entre la orientación de la ATP sintasa y la dirección del bombeo de protones, es la misma en los cloroplastos y en las mitocondrias. En ambos casos, la porción F1 de la ATP sintasa está localizada en el lado más alcalino (N) de la membrana a través de la que fluyen los protones a favor de su gradiente de concentración: La dirección del flujo de protones en relación a F1 es la misma en ambos casos: de P a N.

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Se cree que el mecanismo de la ATP sintasa de cloroplastos es, también, esencialmente idéntico al de su análogo mitocondrial: ADP y Pi se condensan fácilmente para formar ATP sobre la superficie de la enzima, y la liberación de este ATP ligado a la enzima requiere una fuerza protón-motriz. La catálisis rotacional ocupa secuencialmente cada una de las tres subunidades β de la ATP sintasa: en la síntesis de ATP, liberación de ATP y unión de ADP + Pi.

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11. Biosíntesis de glúcidos en plantas. Las plantas deben ser especialmente versátiles en la manipulación de los glúcidos por varios motivos: 1. Las plantas son autótrofos: capaces de convertir carbono inorgánico (en forma de CO2) en compuestos orgánicos. 2. La biosíntesis tiene lugar, principalmente, en plastidios. Los plastidios son orgánulos únicos de los organismos fotosintéticos, que están limitados por membrana, siendo el movimiento de intermediarios entre compartimientos celulares un aspecto importante del metabolismo. 3. Las plantas no se desplazan: no pueden moverse para encontrar mejores fuentes de agua, luz solar, o nutrientes. Deben tener la suficiente flexibilidad metabólica para poder adaptarse a condiciones cambiantes en el lugar en el que están arraigadas. 4. Las plantas tienen paredes celulares gruesas formadas por polímeros glucídicos que deben formarse fuera de la membrana plasmática, y que constituyen una parte importante del glúcido celular.

11. Biosíntesis de glúcidos en plantas. 11.1) Síntesis fotosintética de glúcidos. En las células animales, la síntesis de glúcidos utiliza siempre precursores que tienen, por lo menos, tres carbonos; todos ellos a un nivel de oxidación inferior al del carbono del CO2. Las plantas y los microorganismos fotosintéticos, en cambio, pueden formar glúcidos a partir de CO2 y agua: reduciendo al CO2 a expensas de la energía y del poder reductor suministrados por el ATP y el NADPH (generados éstos últimos en las reacciones dependientes de la luz de la fotosíntesis).

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Las plantas, y otros autótrofos, pueden utilizar CO2 como fuente única de todos los átomos de carbono requeridos para la biosíntesis de celulosa y almidón, lípidos y proteínas, y demás compuestos orgánicos de las células vegetales. Los organismos heterótrofos, en cambio, son incapaces de llevar a término la reducción neta del CO2 para conseguir una síntesis neta de glucosa. Las plantas verdes contienen, en sus cloroplastos, una maquinaria enzimática sin par que cataliza la conversión del CO2 en compuestos orgánicos sencillos (reducidos), proceso que se denomina asimilación de CO2. A este proceso también se le suele denominar fijación de CO2 o fijación de carbono, aunque estos últimos dos términos se suelen reservar para referirse específicamente a la reacción en la que el CO2 es incorporado (fijado) en un compuesto orgánico de tres carbonos: la triosa fosfato 3-fosfoglicerato. El fosfato 3-fosfoglicerato, este producto sencillo de la fotosíntesis, es el precursor de biomoléculas más complejas, entre ellas glúcidos, polisacáridos y metabolitos derivados de los mismos, todos los cuales se sintetizan a través de rutas metabólicas similares a las de los tejidos animales. El dióxido de carbono se asimila en una ruta cíclica en la que se regeneran constantemente intermediarios clave. La ruta fue descubierta a principios de la década de 1950, por Melvin Calvin, Andrew Benson y James Bassham. A la ruta se le denomina ciclo de Calvin o, más descriptivamente, ciclo de reducción fotosintética del carbono. El metabolismo de los glúcidos es más complejo en las células vegetales que en las animales o que en los microorganismos no fotosintéticos: Además de las rutas universales de la glucólisis y la gluconeogénesis, las plantas tienen la secuencia específica de reacciones para la reducción del CO2 a triosas fosfato, y la ruta reductora asociada de las pentosas fosfato. Y todas estas reacciones deben estar reguladas de forma coordinada, para asegurar la asignación adecuada de carbono tanto a la producción de energía como a la síntesis de almidón y sacarosa. Tal como veremos posteriormente, las enzimas clave están reguladas por: 1. Reducción de enlaces disulfuro por electrones que fluyen desde el fotosistema I, y 2. Cambios en el pH y en la concentración de Mg2+, resultantes de la iluminación. Además, si observamos otros aspectos del metabolismo de glúcidos en plantas, también encontramos enzimas que son moduladas por: 3. Regulación alostérica convencional por uno o más intermediarios metabólicos, y 4. Modificación covalente (fosforilación).

Los plastidios son orgánulos propios de las células vegetales y de las algas. La mayoría de las actividades biosintéticas de las plantas (incluida la asimilación del CO2) tiene lugar en los plastidios: una familia de orgánulos autorreproductivos, limitados por una doble membrana y que contienen un pequeño genoma que codifica algunas de sus proteínas.

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La mayor parte de las proteínas destinadas a los plastidios, están codificadas en genes nucleares que se transcriben y traducen de la misma manera que otros genes nucleares. Las proteínas son a continuación importadas a los plastidios. Los plastidios se reproducen por fisión binaria, replicando su genoma (una sola molécula de DNA circular) y utilizando sus propias enzimas y sus propios ribosomas para sintetizar las proteínas codificadas por dicho genoma. Los cloroplastos son los sitios de asimilación de CO2. Las enzimas para este proceso están contenidas en el estroma, la fase soluble limitada por la membrana interna del cloroplasto.

Los amiloplastos son plastidios incoloros (es decir, carecen de clorofila y de los otros pigmentos que se encuentran en los cloroplastos). No tienen membranas internas análogas a las membranas fotosintéticas (tilacoides) de los cloroplastos. En los tejidos ricos en almidón, estos plastidios están rellenos de gránulos de almidón.

Los cloroplastos pueden convertirse en proplastidios por pérdida de sus membranas internas y pérdida de clorofila. Y los proplastidios son interconvertibles con los amiloplastos. A su vez, tanto los amiloplastos como los proplastidios pueden transformarse en cloroplastos.

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Las proporciones relativas de los tipos de plastidios, dependen del tipo de tejido vegetal y de la intensidad de la iluminación. Las células de las hojas verdes son ricas en cloroplastos, mientras que los amiloplastos dominan en tejidos no fotosintéticos que almacenan almidón en grandes cantidades, tales como los tubérculos de patata. Las membranas internas de todos los tipos de plastidios, son impermeables a las moléculas polares y a las cargadas. El tráfico a través de estas membranas está facilitado por conjuntos de transportadores específicos.

La asimilación del dióxido de carbono tiene lugar en tres fases. La primera fase en la asimilación del CO2 en las biomoléculas, es la reacción de fijación del carbono: condensación del CO2 con un aceptor de cinco carbonos, la ribulosa 1,5-bisfosfato. Ésta reacción forma dos moléculas de 3-fosfoglicerato. La segunda fase es denominada fase de reducción: el 3-fosfoglicerato se reduce a triosas fosfato. En conjunto, se fijan tres moléculas de CO2 a tres moléculas de ribulosa 1,5-bisfosfato, para formar seis moléculas de gliceraldehído 3-fosfato (18 carbonos) en equilibrio con la dihidroxiacetona fosfato. La tercera fase es llamada fase de regeneración del aceptor: se utilizan cinco de las seis moléculas de gliceraldehído 3-fosfato (15 carbonos) en la regeneración de tres moléculas del material inicial, ribulosa 1,5bisfosfato. La sexta molécula de triosa fosfato es el producto neto de la fotosíntesis. Puede ser utilizada para formar hexosas que sirven como combustible y como material de partida para producir sacarosa (para el transporte a tejidos no fotosintéticos) o almidón (para almacenamiento). De este modo, el proceso es cíclico y permite la conversión continua de CO2 en triosas y hexosas fosfato. La fructosa 6-fosfato es un intermediario clave en la fase 3 de la asimilación del CO2: es un punto de bifurcación, que dirige hacia la regeneración de ribulosa 1,5-bisfosfato o hacia la síntesis de almidón. En la ruta desde hexosa fosfato a pentosa bisfosfato, intervienen muchas de las reacciones utilizadas en células animales para la conversión de pentosas fosfato en hexosas fosfato –durante la fase no oxidativa de la ruta de las pentosas fosfato-. En la asimilación fotosintética del CO2, esta ruta funciona en la dirección opuesta, utilizando básicamente el mismo conjunto de reacciones y convirtiendo hexosas fosfato en pentosas fosfato. Este ciclo reductor de las pentosas fosfato utiliza las mismas enzimas que la ruta oxidativa, y algunas más que hacen que el ciclo reductor sea irreversible. Las 13 enzimas de la ruta se encuentran en el estroma del cloroplasto.

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FASE 1: Fijación del CO2 en 3-fosfoglicerato. La enzima que cataliza la incorporación del CO2 en una forma orgánica es la ribulosa 1,5-bisfosfato carboxilasa/oxigenasa (también denominada rubisco, o RuBP carboxilasa). Como carboxilasa, la rubisco cataliza la unión covalente del CO2 al azúcar de cinco carbonos ribulosa 1,5-bisfosfato, y la ruptura del intermedio inestable de seis carbonos, formando dos moléculas de 3-fosfoglicerato, una de las cuales es portadora del nuevo carbono introducido en forma de CO2 en su grupo carboxilo. La actividad oxigenasa de la enzima es discutida posteriormente: en la fotorrespiración. Existen dos clases diferentes de rubisco. La forma I se encuentra en las plantas vasculares, algas y cianobacterias. La forma II está confinada a ciertas bacterias fotosintéticas. La rubisco vegetal, enzima clave en la producción de biomasa a partir del CO2, tiene una estructura compleja con: 

Ocho subunidades grandes idénticas (Mr 53.000) con un sitio catalítico en cada una de ellas. Este tipo de subunidad está codificada en el genoma del cloroplasto o plastoma.



Ocho subunidades pequeñas idénticas (Mr 14.000) cuya función no es bien conocida. Este tipo de subunidad está codificada en el genoma nuclear.

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La forma II de rubisco, presente en bacterias fotosintéticas, posee una estructura más sencilla, con dos subunidades que se parecen en muchos aspectos a las subunidades grandes de la enzima vegetal. Esta similitud es consistente con la hipótesis endosimbiótica sobre el origen de los cloroplastos. La enzima de plantas tiene un número de recambio excepcionalmente bajo: sólo se fijan tres moléculas de CO2 por segundo por molécula de rubisco a 25ºC. Para conseguir velocidades elevadas de fijación de CO2, las plantas necesitan grandes cantidades de esta enzima: la rubisco constituye alrededor del 50% de la proteína soluble del cloroplasto y es, quizás, una de las enzimas más abundantes de la biósfera.

En el mecanismo propuesto para la rubisco de plantas, tiene un papel central una cadena lateral de Lys carbamilada con un ión Mg2+ unido. El ión Mg2+, pone en contacto y orienta a los reactivos en el sitio activo.

Al mismo tiempo, el ión Mg2+ polariza al CO2 exponiéndolo al ataque nucleofílico por el intermediario de la reacción, un enediolato de cinco carbonos, formado sobre la enzima.

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Luego de un total de cinco pasos, el intermedio de seis carbonos resultante se rompe, dando dos moléculas de 3-fosfoglicerato. En síntesis, puede decirse que:

Como catalizador del primer paso de la asimilación fotosintética de CO2, la rubisco es una diana principal para la regulación: La enzima es inactiva hasta que se carbamila en el grupo ϵ-amino de la Lys201. Cuando dicho grupo no está carbamilado, la ribulosa 1,5-bisfosfato se une fuertemente al sitio activo de la rubisco, inhibiendo la carbamilación: bloquea a la enzima en la conformación “cerrada”, en la que la Lys201 es inaccesible para la carbamilación. Una enzima, la rubisco activasa, promueve la liberación de la ribulosa 1,5-bisfosfato, empleando ATP y liberando ADP + Pi. De esta manera, la inhibición es superada: la liberación de la ribulosa 1,5-bisfosfato expone al grupo amino de la Lys a la carbamilación no enzimática por el CO2. Esto va seguido de la fijación de Mg2+, que activa a la rubisco.

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Otro mecanismo regulador implica al “inhibidor nocturno”, 2-carboxiarabinitol 1-fosfato, un análogo del estado de transición presente en la naturaleza, con una estructura similar a la de un intermedio de la reacción de la rubisco, el β-cetoácido. Este compuesto, sintetizado en la oscuridad por algunas plantas, es un potente inhibidor de la rubisco carbamilada. Es degradado cuando vuelve la luz. O es expelido por la rubisco activasa, lo que activa a la rubisco. La rubisco es una enzima alostérica que regula la ‘fase oscura’ de la fotosíntesis. El NADPH, el Mg2+ y el aumento del pH del estroma, tienen un efecto activador sobre la rubisco –y por ende, sobre la ‘fase oscura’ de la fotosíntesis.

FASE 2: Conversión del 3-fosfoglicerato en gliceraldehído 3-fosfato. El 3-fosfoglicerato, formado en la fase 1, se convierte en gliceraldehído 3-fosfato. Esto ocurre en dos pasos que son, básicamente, el inverso de los pasos correspondientes en la glucólisis, pero con una excepción: el cofactor nucleotídico para la reducción del 1,3-bisfosfoglicerato es el NADPH, y no el NADH. El estroma del cloroplasto contiene todas las enzimas glucolíticas, excepto la fosfoglicerato mutasa. Las enzimas del estroma son isozimas de las que se encuentran en el citosol: ambos conjuntos de enzimas catalizan las mismas reacciones, pero son el producto de genes diferentes. En el primer paso de la fase 2, la 3-fosfoglicerato quinasa del estroma cataliza la transferencia de un grupo fosforilo desde el ATP hasta el 3-fosfoglicerato, dando 1,3-bisfosfoglicerato. A continuación, el NADPH dona electrones en una reducción catalizada por una isozima (específica del cloroplasto) de la gliceraldehído 3-fosfato deshidrogenasa, produciendo gliceraldehído 3-fosfato y Pi. A continuación, la triosa fosfato isomerasa interconvierte gliceraldehído 3-fosfato y dihidroxiacetona fosfato. La mayor parte de las triosas fosfato así producidas, se utilizan para regenerar la ribulosa 1,5-bisfosfato. El resto, se convierte en almidón en el cloroplasto, que es almacenado para su uso posterior, o se exporta inmediatamente al citosol y se convierte en sacarosa para su transporte hacia partes de la planta en crecimiento. En las hojas en desarrollo, una parte significativa de las triosas fosfato puede ser degradada por la glucólisis, para obtener energía.

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FASE 3: Regeneración de la ribulosa 1,5-bisfosfato a partir de triosas fosfato. La primera reacción en la asimilación de CO2 para dar triosas fosfato, consume ribulosa 1,5-bisfosfato. Entonces, para el flujo continuo de CO2 hacia los glúcidos, se debe regenerar constantemente la ribulosa 1,5-bisfosfato. Esto se consigue con una serie de reacciones que, junto con las fases 1 y 2, forman la ruta cíclica de asimilación del CO2 en los organismos fotosintéticos. El producto de la primera reacción de asimilación (3-fosfoglicerato) experimenta una serie de transformaciones que regeneran la ribulosa 1,5-bisfosfato. Entre los intermediarios de esta ruta se cuentan azúcares de tres, cuatro, cinco, seis y siete carbonos.

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En el paso 1, la aldolasa cataliza la condensación reversible del gliceraldehído 3-fosfato con la dihidroxiacetona fosfato, dando fructosa 1,6-bisfosfato. En el paso 2, la fructosa 1,6-bisfosfato se corta a fructosa 6-fosfato y Pi, por acción de la fructosa 1,6-bisfosfatasa (FBPasa-1). La reacción es muy exergónica y prácticamente irreversible. El paso 3 es catalizado por la transcetolasa, que contiene tiamina pirofosfato (TPP) como grupo prostético, y requiere Mg2+. La transcetolasa cataliza la transferencia reversible de un grupo cetol de dos carbonos (CH2OH—CO—) desde una cetosa fosfato dadora, la fructosa 6-fosfato, hasta una aldosa fosfato aceptora, el gliceraldehído 3-fosfato. El resultado, es la formación de una pentosa, la xilulosa 5-fosfato, y una tetrosa, la eritrosa 4-fosfato.

En el paso 4, la aldolasa actúa de nuevo combinando a la eritrosa 4-fosfato con la dihidroxiacetona fosfato, dando así la sedoheptulosa 1,7-bisfosfato de siete carbonos. En el paso 5, una enzima específica de los plastidios, la sedoheptulosa 1,7-bisfosfatasa, convierte al bisfosfato en sedoheptulosa 7-fosfato. Ésta es la segunda reacción irreversible de la ruta. En el paso 6, la transcetolasa vuelve a actuar y convierte a la sedoheptulosa 7-fosfato y al gliceraldehído 3fosfato en dos pentosas fosfato. Un fragmento de dos carbonos es transportado temporalmente en el cofactor de la transcetolasa, el TPP, y condensado con los tres carbonos del gliceraldehído 3-fosfato.

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En los pasos 7 y 8, las pentosas fosfato formadas en las reacciones de la transcetolasa (ribosa 5-fosfato y xilulosa 5-fosfato) se convierten en ribulosa 5-fosfato. En el paso 9, el paso final del ciclo, la ribulosa 5-fosfato se fosforila a ribulosa 1,5-bisfosfato por acción de la ribulosa 5-fosfato quinasa. Ésta es la tercera reacción muy exergónica de la ruta, ya que el enlace anhídrido fosfato del ATP se cambia por un éster fosfato en la ribulosa 1,5-bisfosfato.

Cada triosa fosfato sintetizada a partir de CO2, cuesta seis NADPH y nueve ATP. El resultado neto de tres vueltas del ciclo de Calvin es la conversión de tres moléculas de CO2 y una molécula de fosfato, en una molécula de triosa fosfato. En la estequiometría global de la ruta, desde el CO2 a la triosa fosfato con regeneración de ribulosa 1,5-bisfosfato: Se condensan tres moléculas de ribulosa 1,5-bisfosfato (total de 15 carbonos) con tres moléculas de CO2 (total de 3 carbonos), formando seis moléculas de 3-fosfoglicerato (total de 18 carbonos). Estas seis moléculas de 3-fosfoglicerato se reducen a seis moléculas de gliceraldehído 3-fosfato (que están en equilibrio con la dihidroxiacetona fosfato), con gasto de seis ATP (en la síntesis de 1,3-bisfosfoglicerato) y seis NADPH (en la reducción del 1,3-bisfosfoglicerato a gliceraldehído 3-fosfato). La isozima de la gliceraldehído 3-fosfato deshidrogenasa presente en los cloroplastos, puede utilizar NADP como transportador electrónico, funcionando normalmente en la dirección de la reducción del 1,3-bisfosfoglicerato. Las isozimas citosólicas utilizan NAD, al igual que las enzimas glucolíticas de los animales y otros eucariotas, y en la oscuridad esta isozima actúa en la glucólisis oxidando el gliceraldehído 3-fosfato. Las dos isozimas de la gliceraldehído 3-fosfato deshidrogenasa, al igual que todas las enzimas, catalizan la reacción en ambas direcciones.

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Una molécula de gliceraldehído 3-fosfato es el producto neto de la ruta de asimilación del carbono. Las otras cinco moléculas de triosa fosfato (15 carbonos) se reordenan en los pasos 1 a 9 de la fase 3, para formar tres moléculas de ribulosa 1,5-bisfosfato (15 carbonos). El último paso de esta conversión requiere un ATP por cada ribulosa 1,5-bisfosfato: es decir, un total de tres ATP. Así, por cada molécula de triosa fosfato producida por la asimilación fotosintética del CO2, se requieren seis NADPH y nueve ATP.

El NADPH y el ATP se producen en las reacciones de la fotosíntesis dependientes de la luz con aproximadamente la misma razón (2:3) en que son consumidas en el ciclo de Calvin: Nueve moléculas de ATP se convierten en ADP y fosfato en la generación de una molécula de triosa fosfato; ocho de los fosfatos se liberan en forma de Pi, combinándose con ocho ADP para regenerar ATP. El noveno fosfato se incorpora en la propia triosa fosfato. Para convertir el noveno ADP en ATP, se debe importar una molécula de Pi del citosol. En la oscuridad, cesa la producción de ATP y NADPH por fotofosforilación, deteniéndose también la incorporación de CO2 en triosa fosfato (por las llamadas reacciones oscuras). Las “reacciones oscuras” de la fotosíntesis se denominaron de este modo para distinguirlas de las reacciones primarias, impulsadas por la luz (transferencia de electrones al NADP+ y síntesis de ATP).

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Dentro del estroma del cloroplasto, se encuentran todas las enzimas necesarias para convertir a las triosas fosfato producidas por la asimilación del CO2 (gliceraldehído 3-fosfato y dihidroxiacetona fosfato) en almidón, que se almacena temporalmente en el cloroplasto en forma de gránulos insolubles. La aldolasa condensa a las triosas a fructosa 1,6-bisfosfato. La fructosa 1,6-bisfosfatasa produce fructosa 6-fosfato. La fosfohexosa isomerasa da glucosa 6-fosfato, y la fosfoglucomutasa produce glucosa 1-fosfato, material de partida para la síntesis de almidón. Todas las reaccione del ciclo de Calvin, excepto las catalizadas por la rubisco, la sedoheptulosa 1,7-bisfosfatasa y la ribulosa 5-fosfato quinasa, también tienen lugar en tejidos animales. Debido a la falta de estas tres enzimas, los animales no pueden llevar a cabo la conversión neta de dióxido de carbono en glucosa.

Un sistema de transporte exporta triosas fosfato desde el cloroplasto, e importa fosfato. La membrana interna del cloroplasto es impermeable a la mayoría de los compuestos fosforilados, entre ellos la fructosa 6-fosfato, la glucosa 6-fosfato y la fructosa 1,6-bisfosfato. Un cotransportador antiparalelo específico cataliza el intercambio, uno por uno, de Pi con una triosa fosfato, dihidroxiacetona fosfato o 3-fosfoglicerato. Este cotransportador traslada Pi al interior del cloroplasto, donde es utilizado en la fotofosforilación, y triosa fosfato hacia el citosol, en donde se puede utilizar para sintetizar sacarosa. La síntesis de sacarosa en el citosol y la síntesis de almidón en el cloroplasto, son las rutas principales de “recolección” del exceso de triosas fosfato de la fotosíntesis. Por cada molécula de triosa fosfato eliminada del cloroplasto, se transporta un Pi a su interior, proporcionando la novena molécula de Pi mencionada anteriormente que se utiliza para regenerar el noveno ATP.

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Este sistema de cotransporte antiparalelo Pi-triosa fosfato, cumple una función adicional. En el citosol se necesitan ATP y poder reductor para diversas reacciones biosintéticas que requieren energía. Si bien estos requerimientos son atendidos en alguna medida por la mitocondria, el ATP y el NADPH generados en el estroma del cloroplasto durante las reacciones luminosas son una segunda fuente potencial de energía. Sabemos que ni el ATP ni el NADPH pueden cruzar la membrana del cloroplasto. Pero, pese a esto, el sistema de cotransporte antiparalelo Pi-triosa fosfato traslada equivalentes de ATP y equivalentes de reducción a través de la membrana del cloroplasto, hacia el citosol: La dihidroxiacetona fosfato formada en el estroma se transporta al citosol, en donde se convierte (mediante enzimas glucolíticas) en 3-fosfoglicerato, generando ATP y NADH. Luego, el 3-fosfoglicerato vuelve a entrar en el cloroplasto, completando el ciclo.

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11. Biosíntesis de glúcidos en plantas. 11.2) Fotorrespiración y ruta C4. Tal como hemos visto, las células fotosintéticas producen O2 (por la escisión del H2O) durante las reacciones impulsadas por la luz, y utilizan CO2 durante los procesos independientes de la luz. Por ello, el cambio gaseoso neto durante la fotosíntesis es la captación de CO2 y la liberación de O2:

En la oscuridad, las plantas también llevan a cabo la respiración mitocondrial: la oxidación de sustratos a CO2 y la conversión del O2 en H2O. Existe, además, otro proceso en las plantas. Un proceso que, al igual que la respiración mitocondrial, consume O2 y produce CO2, y que al igual que la fotosíntesis, está impulsado por la luz. Este proceso es denominado fotorrespiración. La fotorrespiración es una costosa reacción secundaria de la fotosíntesis, y se produce debido a la falta de especificidad de la enzima rubisco.

La fotorrespiración es el resultado de la actividad oxigenasa de la rubisco. La rubisco no tiene una especificidad absoluta por el CO2 como sustrato. El O2 compite con el CO2 por el sitio activo, y en aproximadamente uno de cada tres o cuatro ciclos catalíticos, la rubisco cataliza la condensación del O2 con la ribulosa 1,5-bisfosfato, para formar 3-fosfoglicerato y 2-fosfoglicolato (un producto sin utilidad metabólica). Ésta es la actividad oxigenasa de la rubisco, que se hace evidente en su nombre completo: ribulosa 1,5-bisfosfato carboxilasa/oxigenasa. La reacción con el oxígeno molecular no da lugar a fijación de carbono, y parece ser un inconveniente neto para la célula en la que tiene lugar: la recuperación de los carbonos del fosfoglicolato utiliza cantidades significativas de energía celular y libera parte del CO2 fijado previamente. La afinidad de la rubisco por el CO2 disminuye al aumentar la temperatura, exacerbando la tendencia de la enzima a catalizar la inútil reacción de la oxigenasa. Y puesto que el CO2 se consume en la reacción de asimilación, la relación O2/CO2 en los espacios aéreos de la hoja aumenta, con lo que la reacción de la oxigenasa se ve todavía más favorecida. Ahora, dado que la reacción con el oxígeno molecular es perjudicial para el organismo, ¿por qué la evolución de la rubisco produjo un sitio activo incapaz de discriminar bien entre CO2 y O2? Quizás, gran parte de la evolución de la rubisco tuvo lugar antes de que existiera un elevado contenido de oxígeno molecular en la atmósfera: antes de aquel momento no existía una presión selectiva para que la rubisco discriminase entre el CO2 y el O2.

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La ruta de recuperación del fosfoglicolato es costosa. La ruta del glicolato convierte dos moléculas de 2-fosfoglicolato en una molécula de serina (tres carbonos) y una molécula de CO2. El proceso se da de la siguiente manera: en el cloroplasto, una fosfatasa convierte al 2-fosfoglicolato en glicolato, que es exportado al peroxisoma. Allí, el glicolato es oxidado por el O2. El aldehído resultante (glioxilato) se transamina, dando glicina. El peróxido de hidrógeno, formado como producto secundario de la oxidación del glioxilato, se vuelve inocuo por acción de las peroxidasas del peroxisoma. La glicina pasa del peroxisoma a la matriz mitocondrial, en donde experimenta una descarboxilación oxidativa por el complejo de la glicina descarboxilasa, enzima que es similar en estructura y mecanismo a dos complejos mitocondriales ya estudiados: El complejo de la piruvato deshidrogenasa, y El complejo de la α-cetoglutarato deshidrogenasa.

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El complejo de la glicina descarboxilasa oxida a la glicina, dando CO2 y NH3, con la reducción concomitante de NAD+ a NADH, y la transferencia del carbono restante de la glicina hasta el cofactor tetrahidrofolato. Esta unidad monocarbonada transportada en el tetrahidrofolato se transfiere seguidamente a una segunda glicina, por acción de la serina hidroximetiltransferasa, produciendo serina.

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La reacción neta catalizada por el complejo de la glicina descarboxilasa y la serina hidroximetiltransferasa es:

La serina se convierte en hidroxipiruvato, en glicerato y, finalmente, en 3-fosfoglicerato, que es utilizado para regenerar la ribulosa 1,5-bisfosfato, completando este largo y caro ciclo. Con una luz solar brillante, el flujo a través de la ruta de recuperación del glicolato puede ser muy elevado, produciendo CO2 unas cinco veces más que el que se produce de forma normal debido a todas las oxidaciones del ciclo del ácido cítrico. Para producir este gran flujo, las mitocondrias contienen cantidades enormes del complejo de la glicina descarboxilasa. En las partes no fotosintéticas de la planta, tales como los tubérculos, las mitocondrias contienen concentraciones muy bajas del complejo de la glicina descarboxilasa. La actividad combinada de la rubisco oxigenasa y de la ruta de recuperación del glicolato, consume O2 y produce CO2; de ahí el nombre de fotorrespiración. Quizás un nombre mejor para esta ruta sería ciclo fotosintético oxidativo del carbono o ciclo C2, nombres que no invitan a la comparación con la respiración mitocondrial. A diferencia de la respiración mitocondrial, la fotorrespiración no conserva energía y puede, de hecho, inhibir la formación neta de biomasa hasta en un 50%. Esta ineficiencia ha llevado a adaptaciones evolutivas en los procesos de asimilación de carbono, especialmente en plantas que han aparecido en climas cálidos.

En las plantas C4, la fijación del CO2 y la actividad rubisco están espacialmente separadas. En muchas plantas que crecen en los trópicos, así como en las plantas cultivadas en zonas templadas pero de origen tropical tales como el maíz, la caña de azúcar y el sorgo, se ha desarrollado un mecanismo para evitar el problema de la fotorrespiración despilfarradora: El paso en el que el CO2 se fija en un producto de tres carbonos, el 3-fosfoglicerato, está precedido de varios pasos, uno de los cuales es una fijación preliminar del CO2 sobre un compuesto de cuatro carbonos. Las plantas que utilizan este proceso son conocidas como plantas C4, y el proceso de asimilación como metabolismo C4 o ruta C4. Las plantas que utilizan el método de asimilación de carbono descrito hasta el momento, es decir, aquellas en las que el primer paso es la reacción del CO2 con la ribulosa 1,5-bisfosfato para formar 3-fosfoglicerato, se denominan plantas C3. Las plantas C4, que crecen en condiciones de altas intensidades luminosas y temperatura elevada, tienen varias características importantes:     

Alta velocidad fotosintética, Alta velocidad de crecimiento, Baja tasa de fotorrespiración, Baja tasa de pérdida de agua, Una estructura especializada de la hoja.

En la fotosíntesis que tiene lugar en las hojas de las plantas C4, intervienen dos tipos de células: células mesófilas y células túnico-vasculares (o células de la vaina fascicular).

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En las plantas de origen tropical, el primer intermediario es el oxalacetato, un compuesto de cuatro carbonos. Esta reacción, que tiene lugar en el citosol de las células mesófilas de las hojas, está catalizada por la fosfoenolpiruvato carboxilasa, cuyo sustrato es el HCO3– y no el CO2. Luego, el oxalacetato se reduce a malato –a expensas de NADPH-, o se convierte en aspartato por transaminación:

El malato o el aspartato formados en las células mesófilas, pasa seguidamente a las células vecinas túnico-vasculares, a través de plasmodesmos. Los plasmodesmos son canales revestidos de proteína que conectan dos células vegetales, y que proporcionan una vía para el movimiento de metabolitos e incluso de proteínas pequeñas entre células. Ya en las células túnico-vasculares, el malato se oxida y luego se descarboxila por acción de la enzima málica, dando piruvato y CO2, y reduciendo NADP+. En las plantas que utilizan al aspartato como transportador de CO2, éste se transamina para formar oxalacetato, que seguidamente se reduce a malato en las células túnico-vasculares, en donde ocurre la liberación de CO2 por acción de la enzima málica. Tal como se ha demostrado por experimentos de marcado, el CO2 libre formado en las células túnico-vasculares es la misma molécula de CO2 que se fijó inicialmente en el oxalacetato de las células mesófilas. Este CO2 es fijado de nuevo, en esta ocasión por la rubisco, en exactamente la misma reacción que se da en las plantas C3: incorporación de CO2 en el C-1 del 3-fosfoglicerato. El piruvato formado en las células túnico-vasculares por descarboxilación del malato, se vuelve a transferir a las células mesófilas, en donde se convierte en PEP mediante una reacción enzimática poco habitual catalizada por la piruvato fosfato diquinasa. Las diquinasas fosforilan simultáneamente dos moléculas diferentes, a partir de una única molécula de ATP: en este caso, el piruvato se fosforila a PEP y el fosfato de la enzima se fosforila a pirofosfato. Posteriormente, este pirofosfato es hidrolizado a fosfato. Como puede observarse, se utilizan dos grupos fosfato de alta energía del ATP para regenerar PEP. Finalizado este ciclo, el PEP ya puede fijar otra molécula de CO2 en la célula mesófila. La PEP carboxilasa de las células mesófilas tiene una elevada afinidad por el HCO3–, y fija CO2 de forma más eficiente que la rubisco. A diferencia de la rubisco, no utiliza O2 como sustrato alternativo, por lo que no hay competencia entre CO2 y O2. La reacción de la PEP carboxilasa sirve pues para fijar y concentrar CO2 en forma de malato. La liberación de CO2 del malato en las células túnico-vasculares, produce una concentración local lo suficientemente elevada de CO2 como para que la rubisco funcione casi a máxima velocidad, y para que se suprima la actividad oxigenasa de la enzima.

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Una vez fijado el CO2 en forma de 3-fosfoglicerato en las células túnico-vasculares, ocurren las restantes reacciones del ciclo de Calvin. Así, en las plantas C4, las células mesófilas llevan a cabo la fijación de CO2 a través de la ruta C4, mientras que la biosíntesis de sacarosa y almidón se da en las células túnico-vasculares por medio de la ruta C3. Tres enzimas de la ruta C4 están reguladas por la luz, mostrando mayor actividad a la luz del día.   

La malato deshidrogenasa es activada por un mecanismo de reducción dependiente de la tiorredoxina; La PEP carboxilasa es activada por fosforilación de un residuo Ser, y La piruvato fosfato diquinasa es activada por desfosforilación.

La ruta de asimilación de CO2 en las plantas C4 tiene un costo energético superior que en las plantas C3. Por cada molécula de CO2 asimilada en la ruta C4, se debe regenerar una molécula de PEP a expensas de dos grupos fosfato de alta energía del ATP. Así, las plantas C4 necesitan de un total de cinco (5) ATP para fijar una molécula de CO2, mientras que las plantas C3 sólo necesitan de tres (3) ATP (nueve por triosa fosfato). Cuando aumenta la temperatura (y, por lo tanto, disminuye la afinidad de la rubisco por el CO2) se alcanza un punto (alrededor de 28 a 30ºC) en el que el aumento de eficiencia por la eliminación de la fotorrespiración en las plantas C4 compensa con creces este costo energético. Así, las plantas C4 crecen más que las plantas C3 durante el verano.

Las plantas que emplean la vía de 4 carbonos suelen crecer muy juntas, y deben ajustarse a la disminución de CO2 que esto implica. Por ello, crecen aumentando la concentración de anhídrido carbónico en ciertas células, para así prevenir la fotorrespiración.

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12. Lípidos. Los lípidos biológicos constituyen un grupo químicamente diverso de compuestos, cuya característica común y definitoria es su insolubilidad en agua: son hidrofóbicos. Debido a su hidrofobicidad, los lípidos sólo pueden ser separados o aislados con solventes de baja polaridad, tales como tetracloruro de carbono, cloroformo, éter de petróleo, éter etílico, bencina, benceno, tolueno, y mezclas de benceno (o tolueno) con etanol en proporción 2:1. Los lípidos son biomoléculas presentes en los tejidos animales y vegetales. Están formados principalmente por carbono e hidrógeno, y en menor cantidad por oxígeno, pudiendo contener también nitrógeno, fósforo y azufre. Las funciones biológicas de los lípidos son tan diversas como su química. En muchos organismos, las grasas y los aceites son las formas principales de almacenamiento energético, mientras que los fosfolípidos y los esteroles constituyen los principales elementos estructurales de las membranas biológicas. Otros lípidos, aún estando presentes en cantidades relativamente pequeñas, juegan papeles cruciales como cofactores enzimáticos, transportadores electrónicos, pigmentos que absorben la luz, anclas hidrofóbicas para proteínas, chaperonas que ayudan en el plegamiento de las proteínas de membrana, agentes emulsionantes en el tracto digestivo, hormonas y mensajeros intracelulares. Entonces, puede decirse que, en términos generales, las funciones de los lípidos son las siguientes:    

Son moléculas de almacenamiento de energía, usualmente en forma de grasa o aceite. Cumplen funciones estructurales: fosfolípidos, glucolípidos, ceras. Poseen actividad biológica: cofactores, transportadores, hormonas. Son generadores de moléculas de señalización.

La heterogeneidad estructural de los lípidos, por otra parte, dificulta cualquier clasificación sistemática. Pero los componentes lipídicos de una muestra biológica pueden ser extraídos con disolventes orgánicos, y ser sometidos a un criterio empírico: la reacción de saponificación. De esta manera, se los puede clasificar en lípidos saponificables y lípidos no saponificables.  

Lípidos saponificables: pueden realizar la reacción de saponificación. Lípidos no saponificables: no pueden realizar la reacción de saponificación.

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Por otra parte, los lípidos también se pueden organizar en ocho categorías generales de estructura química:

Otra clasificación enfatiza la mayor o menor solubilidad en agua de los lípidos:  

Lípidos apolares: Entre los que se encuentran los triacilgliceroles y los ésteres del colesterol. Lípidos polares: Contienen una región hidrofílica y un dominio hidrofóbico en la misma molécula. Entre ellos se puede considerar a los fosfolípidos y a los esfingolípidos.

A continuación describiremos los lípidos representativos de cada tipo, organizados según sus papeles funcionales, y poniendo énfasis en su estructura química y en sus propiedades físicas.

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12. Lípidos. 12.1) Lípidos de almacenamiento. Las grasas y los aceites, utilizados casi universalmente como forma de almacenamiento de energía, son compuestos derivados de los ácidos grasos. Los ácidos grasos son derivados hidrocarbonados con un nivel de oxidación casi tan bajo (esto es, tan reducidos) como el de los hidrocarburos de los combustibles fósiles. La oxidación celular de los ácidos grasos a CO2 y H2O, al igual que la oxidación explosiva de los carburantes fósiles en un motor de combustión interna, es muy exergónica.

Los ácidos grasos son derivados de hidrocarburos. Los ácidos grasos son ácidos carboxílicos con cadenas hidrocarbonadas de 4 a 36 carbonos. En algunos ácidos grasos, esta cadena está completamente saturada (no tiene dobles enlaces) y sin ramificar. Otros contienen uno o más dobles enlaces. Unos cuantos contienen anillos de tres carbonos, grupos hidroxilo o grupos metilo ramificados. Una nomenclatura simplificada de ácidos grasos sin ramificar, especifica la longitud de la cadena y el número de dobles enlaces separados por dos puntos. Así, el ácido palmítico, que tiene 16 átomos de carbono y es saturado, se abrevia 16:0. Del mismo modo, el ácido oleico, de 18 carbonos con un doble enlace es 18:1. Las posiciones de los dobles enlaces se especifican en relación con el carbono carboxílico, al que se da el número 1, por exponentes que siguen a una ∆. Entonces, un ácido graso de 20 carbonos con un doble enlace entre C-9 y C10, y otro entre C-12 y C-13, se designa 20:2(∆9,12).

Los ácidos grasos más abundantes tienen números pares de átomos de carbono en una cadena sin ramificar, que a su vez suele ser de entre 12 y 24 carbonos. Este número par de átomos de carbono es consecuencia de la forma de síntesis de estos compuestos, que utiliza la condensación sucesiva de unidades de acetato (de dos carbonos). La posición de los dobles enlaces también sigue un patrón regular: en la mayoría de los ácidos grasos monoinsaturados, el doble enlace se encuentra en ∆9. Por regla general, si hablamos de un ácido graso poliinsaturado, otros dos dobles enlaces se encuentra en ∆12 y ∆15. Los dobles enlaces de los ácidos grasos poliinsaturados no suelen ser conjugados: es decir, que no se da alternancia de enlaces dobles y sencillos, como en –CH=CH—CH=CH–. Además, los dobles enlaces de casi todos los ácidos grasos naturales se encuentran en la configuración cis. Los ácidos grasos trans se producen durante la fermentación en el rumen de los animales productores de lácteos y carne.

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Las propiedades físicas de los ácidos grasos y de los compuestos que los contienen, vienen determinadas en gran medida por la longitud y el grado de insaturación de la cadena hidrocarbonada. La cadena hidrocarbonada apolar explica la escasa solubilidad en agua de los ácidos grasos. Cuanto más larga sea la cadena acílica grasa y menor el número de dobles enlaces, menor es la solubilidad en agua. El grupo ácido carboxílico es polar (y está ionizado a pH neutro), lo que justifica la ligera solubilidad en agua de los ácidos grasos de cadena corta. Los puntos de fusión también están muy influidos por la longitud y el grado de saturación de la cadena hidrocarbonada. A temperatura ambiente (25ºC), los ácidos grasos saturados desde 12:0 a 24:0 tienen una consistencia cérea, mientras que los ácidos grasos insaturados de estas longitudes son líquidos oleosos. Esta diferencia en los puntos de fusión se debe a los diferentes grados de empaquetamiento de las moléculas de los ácidos grasos. En los compuestos totalmente saturados, la rotación libre alrededor de cada enlace carbono-carbono confiere gran flexibilidad a la cadena hidrocarbonada: la conformación más estable, entonces, es la forma totalmente extendida, en la que los impedimentos estéricos entre átomos vecinos están reducidos al mínimo. Estas moléculas se pueden empaquetar fuertemente, en ordenamientos casi cristalinos con contactos por uniones de van der Waals entre átomos a lo largo de la propia cadena y átomos de cadenas vecinas. En los ácidos grasos insaturados, un doble enlace cis provoca un doblamiento en la cadena hidrocarbonada. Los ácidos grasos con uno o más doblamientos de este tipo, no se pueden empaquetar tan fuertemente como los ácidos grasos totalmente saturados, por lo que las interacciones entre ellos son más débiles. Dado que se necesita menos energía térmica para desordenar estos conjuntos poco ordenados de ácidos grasos insaturados, estos tienen puntos de fusión claramente más bajos que los ácidos grasos saturados de la misma longitud de cadena.

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Cuando los ácidos grasos abandonan las células grasas, se ionizan fuertemente en el plasma: el grupo carboxilo pierde un protón, formando el ión carboxilato. Esto lleva a que un ácido graso se una, de forma no covalente, a una proteína portadora denominada albúmina sérica. Estos ácidos grasos, unidos a la albúmina sérica, son llamados ácidos grasos libres o ácidos grasos no esterificados. Los ácidos grasos esterificados, por otra parte, existen en forma de ésteres (de glicerol, de colesterol…). Como su nombre indica, se forman mediante la reacción de condensación denominada esterificación.

Los ésteres de ácidos grasos con glicerol, son llamados acilglicéridos (o acilgliceroles, o simplemente glicéridos). Una molécula de glicerol puede reaccionar con hasta tres moléculas de ácidos grasos, puesto que tiene tres grupos hidroxilo.

De esta manera, existen tres tipos de acilglicéridos:

Los monoacilgliceroles y los diacilgliceroles se encuentran en cantidades relativamente pequeñas, y aparecen principalmente como intermediarios metabólicos en la biosíntesis y degradación de lípidos que contienen glicerol. La mayor parte de los ácidos grasos del cuerpo humano existen en forma de triacilgliceroles. Frente a bases, los acilglicéridos dan lugar a la reacción de saponificación, en la que se producen moléculas de jabón:

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El triacilglicerol es un éster de glicerol y tres ácidos grasos. Los triglicéridos son los lípidos más sencillos obtenidos a partir de los ácidos grasos. También se les suele denominar grasas, o grasas neutras. Están compuestos por tres ácidos grasos unidos mediante enlace éster con un solo glicerol. Aquellos triacilgliceroles que contienen el mismo tipo de ácido graso en las tres posiciones, se denominan triacilgliceroles simples, y su nombre específico depende del tipo de ácido graso que contienen. La triestearina, la tripalmitina y la trioleína son ejemplos de triacilgliceroles sencillos que contienen, respectivamente, 16:0, 18:0 y 18:1. La mayor parte de los triacilgliceroles naturales son mixtos: contienen dos o más ácidos grasos diferentes. En el caso de los triacilgliceroles mixtos, se deben especificar el nombre y la posición de cada ácido graso para designar, sin ambigüedades, a cada uno de estos compuestos. Dado que los hidroxilos polares del glicerol y los carboxilatos polares de los ácidos grasos están unidos mediante enlace éster, los triacilgliceroles son moléculas apolares, hidrofóbicas, prácticamente insolubles en agua.

Los triacilgliceroles aportan energía almacenada y aislamiento. En la mayoría de las células eucarióticas, los triacilgliceroles forman una fase separada de gotitas microscópicas oleosas en el citosol acuoso; gotas que sirven como depósito de combustible metabólico. Las células especializadas de los vertebrados, denominadas adipocitos (o células grasas), almacenan grandes cantidades de triacilgliceroles en forma de estas gotitas de grasa, que ocupan la práctica totalidad de la célula. Los triacilgliceroles se almacenan, también, en forma de aceite: por ejemplo, en las semillas de muchas plantas, proporcionando energía y precursores biosintéticos durante la germinación de las semillas.

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Los adipocitos y las semillas en germinación contienen enzimas denominadas lipasas, que catalizan la hidrólisis de los triacilgliceroles almacenados, liberando ácidos grasos que son exportados a otros lugares en donde se requieren como combustible.

Los triacilgliceroles, en tanto almacenamiento de combustible, tienen dos ventajas significativas sobre polisacáridos tales como el glucógeno o el almidón: 1. Los átomos de carbono de los ácidos grasos están más reducidos que los átomos de carbono de los azúcares, por lo que la oxidación de los triacilgliceroles proporciona más del doble de energía, gramo por gramo, que la oxidación de los glúcidos. A igualdad de peso, la cantidad de ATP que se obtiene de la oxidación completa de los triacilgliceroles es dos veces y media superior a la correspondiente al glucógeno. 2. Como los triacilgliceroles son hidrofóbicos y, por consiguiente, no hidratados, el organismo que transporta combustible en forma de grasa no debe transportar el peso adicional del agua de hidratación asociada con los polisacáridos almacenados (2g por gramo de polisacárido). Es decir: los triacilgliceroles se pueden almacenar como lípido puro, sin asociarse con el agua, mientras que el glucógeno es muy hidrofílico y cuando se almacena en los tejidos fija el doble de su peso de agua. En algunos animales, los triacilgliceroles almacenados debajo de la piel no sólo sirven como almacenes de energía, sino como aislamiento contra las bajas temperaturas. La baja densidad de los triacilgliceroles constituye la base de otra función notable de estos compuestos. A muchos mamíferos marinos, un almacén de triacilgliceroles y de ceras les permite igualar la flotación de sus cuerpos con la de la zona a su alrededor en las inmersiones profundas en agua fría.

El ácido fosfatídico es el punto de partida para la síntesis de triacilgliceroles. El ácido fosfatídico es un lípido compuesto por un glicerol con sus tres grupos hidroxilo esterificados: dos de ellos por ácidos grasos (uno saturado y el otro insaturado), y el tercero por un grupo fosfato. El grupo fosfato se esterifica, a su vez, con un alcohol o con un aminoalcohol (X en la figura). Como veremos más adelante, el ácido fosfatídico es la molécula a partir de la cual también se forman los glicerofosfolípidos: un tipo de fosfolípidos que forman la arquitectura básica de las bicapas lipídicas de las membranas celulares.

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Las ceras sirven como almacenes de energía y como cubiertas impermeables al agua. Las ceras biológicas son ésteres de ácidos grasos de cadena larga (C14 a C36), saturados e insaturados, con alcoholes de cadena larga (C16 a C30). Sus puntos de fusión (60 a 100ºC) son generalmente más elevados que los puntos de fusión de los triacilgliceroles.

En el plancton, constituido por microorganismos marinos flotantes de vida libre que se encuentran en la base de la cadena alimentaria para los animales marinos, las ceras son la principal forma de almacenamiento de combustible metabólico. Las ceras realizan diversas funciones, relacionadas con sus propiedades repelentes del agua y con su consistencia firme. Ciertas glándulas de la piel de los vertebrados secretan ceras para proteger al pelo y a la piel, manteniéndolos flexibles, lubricados e impermeables. Las aves, especialmente las acuáticas, secretan ceras que mantienen la impermeabilidad de sus plumas. Las hojas brillantes del acebo, de los rododendros, de la hiedra venenosa y de muchas plantas tropicales están recubiertas con una espesa capa de ceras que las protege contra parásitos e impide la evaporación excesiva del agua.

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12. Lípidos. 12.2) Lípidos estructurales de las membranas. La característica arquitectónica central de las membranas biológicas es una doble capa lipídica que constituye una barrera al paso de moléculas polares y de iones. Los lípidos de las membranas son anfipáticos: un extremo de la molécula es hidrofóbico y el otro extremo es hidrofílico. Las interacciones hidrofóbicas entre los lípidos de las membranas, y las interacciones hidrofílicas con el agua, dirigen su empaquetamiento hacia la formación de láminas llamadas bicapas membranosas. Se describen cinco tipos generales de lípidos de membrana: 1. GLICEROFOSFOLÍPIDOS: Sus regiones hidrofóbicas estás compuestas por dos ácidos grasos unidos al glicerol. 2. GALACTOLÍPIDOS y SULFOLÍPIDOS: También tienen dos ácidos grasos esterificados con el glicerol, pero carecen del fosfato característico de los fosfolípidos. 3. LÍPIDOS TETRAÉTER de arqueobacterias: Dos cadenas alquílicas muy largas están unidas, mediante enlace éter, al glicerol de ambos extremos. 4. ESFINGOLÍPIDOS: Consistentes en un único ácido graso unido a una amina grasa (la esfingosina). 5. ESTEROLES: Compuestos que se caracterizan por tener un sistema rígido de cuatro anillos hidrocarbonados fusionados. Las partes hidrofílicas de estos compuestos anfipáticos pueden ser muy sencillas: por ejemplo, un simple grupo –OH en un extremo del sistema anular de los esteroles. En otros casos, pueden ser mucho más complejas. Los glicerofosfolípidos y algunos esfingolípidos contienen un grupo polar que se une a una porción hidrofóbica mediante un enlace fosfodiéster: pertenecen al grupo de los fosfolípidos. Otros esfingolípidos carecen de grupo fosfato, pero tienen un azúcar sencillo u oligosacáridos complejos en sus extremos polares: pertenecen al grupo de los glucolípidos. Tanto los fosfolípidos como los glucolípidos son lípidos saponificables complejos: en su estructura molecular, además de carbono, hidrógeno y oxígeno, hay también nitrógeno, fósforo, azufre o un glúcido. Dentro de estas dos clases de lípidos de membrana, existe una enorme diversidad debido a las diferentes combinaciones de “colas” de ácidos grasos y “cabezas” polares.

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Los glicerofosfolípidos son derivados del ácido fosfatídico. Los glicerofosfolípidos, también llamados fosfoglicéridos, son lípidos de membrana en los que dos ácidos grasos están unidos al primer y al segundo carbonos de una molécula de glicerol, mediante enlaces éster, y un grupo de cabeza muy polar o cargado está unido mediante enlace fosfodiéster al tercer carbono del glicerol. El glicerol es proquiral: no tiene carbonos asimétricos, pero la unión del fosfato a cualquiera de los dos extremos lo convierte en un compuesto quiral cuya correcta denominación es L-glicerol 3-fosfato o D-glicerol 1-fosfato o sn-glicerol 3-fosfato.

Los glicerofosfolípidos, derivados del ácido fosfatídico, se nombran según el alcohol polar en el grupo de cabeza. Por ejemplo, fosfatidilcolina y fosfatidiletanolamina, tienen colina y etanolamina en sus grupos polares de cabeza. En todos estos compuestos, el grupo de cabeza se une al glicerol mediante un enlace fosfodiéster en el que el grupo fosfato tiene una carga negativa a pH neutro. El alcohol polar, por otro lado, puede estar cargado negativamente (tal como sucede en el fosfatidilinositol 4,5-bisfosfato), ser neutro (como en la fosfatidilserina) o estar cargado positivamente (como en la fosfatidilcolina y la fosfatidiletanolamina).

Los ácidos grasos de los glicerofosfolípidos pueden ser muy variados, por lo que un fosfolípido dado (la fosfatidilcolina, por ejemplo) puede estar formado por diversas especies moleculares, cada una con una dotación singular de ácidos grasos. La distribución de las especies moleculares es específica de los distintos organismos, distintos tejidos de un mismo organismo y distintos glicerofosfolípidos en la misma célula o tejido. Del mismo modo, una clase dada de fosfolípidos de un tejido cualquiera, representa una familia de especies moleculares.

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La fosfatidilcolina contiene, mayoritariamente:  

En la posición sn-1: ácido palmítico o ácido esteárico. En la posición sn-2: un ácido graso insaturado de 18 carbonos, como el oleico, linoleico o linolénico.

La fosfatidiletanolamina tiene los mismos ácidos grasos saturados que la fosfatidilcolina en la posición sn-1. En la posición sn-2, en cambio, contiene una mayor cantidad de ácidos grasos poliinsaturados de cadena larga: a saber, 18:2, 20:4 y 22:6. El fosfatidilinositol es un fosfolípido ácido que se presenta en las membranas de mamíferos. Es un fosfolípido algo inusual, ya que suele contener casi exclusivamente ácido esteárico en sn-1 y ácido araquidónico (20:4) en la posición sn-2. Otro fosfolípido formado por una cabeza polar tipo poliol, es el fosfatidilglicerol. Está presente, en cantidades relativamente grandes, en las membranas mitocondriales. Es un precursor de la cardiolipina. Aunque se encuentran presentes en fluidos corporales –tales como el plasma y la bilis-, los fosfolípidos presentan sus concentraciones más elevadas en las diversas membranas celulares, en donde realizan muchas funciones diferentes. Una de las funciones principales de los fosfolípidos, es servir como componentes estructurales de las membranas de la superficie celular y de los orgánulos subcelulares. El carácter anfipático de los fosfolípidos les permite: su autoasociación a través de interacciones hidrofóbicas entre las porciones de acilo graso de cadena larga de moléculas adyacentes, de tal forma que las cabezas polares se proyectan hacia fuera, hacia el agua, en donde pueden interactuar con las moléculas proteicas. Los fosfolípidos también juegan un papel en la activación de ciertas enzimas. Por ejemplo, en la β-hidroxibutirato deshidrogenasa, enzima mitocondrial incrustada en la membrana interna de este orgánulo, que cataliza la abstracción reversible de electrones de β-hidroxibutirato. Esta enzima tiene un requerimiento absoluto de la fosfatidilcolina. El funcionamiento normal del pulmón depende del suministro constante de un fosfolípido poco usual, denominado dipalmitoíl-lecitina. Este fosfolípido tensioactivo es producido por las células epiteliales del tipo II, e impide la atelectasia (disminución del volumen pulmonar) al final de la fase de expiración de la respiración.

El fosfatidilinositol y la fosfatidilcolina, también actúan como dadores de ácido araquidónico para la síntesis de prostaglandinas, tromboxanos, leucotrienos, y compuestos relacionados.

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Los cloroplastos contienen galactolípidos y sulfolípidos. Los galactolípidos son un segundo grupo de lípidos de membrana que predomina en las células vegetales. En ellos, uno o dos residuos galactosa están unidos mediante enlace glucosídico con el C-3 de un 1,2-diacilglicerol. Pertenecen, por ende, al grupo de los glucolípidos. Los galactolípidos están localizados en las membranas tilacoides (membranas internas) de los cloroplastos: entre el 70 y el 80% de los lípidos totales de membrana en las plantas vasculares. Las membranas vegetales también contienen sulfolípidos: el diacilglicerol está unido a un residuo de glucosa sulfonado. Dicha unión es, también, mediante enlace glucosídico. Son glucolípidos. En los sulfolípidos, el sulfonato presente en el grupo de cabeza es portador de una carga negativa, al igual que el grupo fosfato de los fosfolípidos.

Las arqueobacterias contienen lípidos de membrana singulares. Las arqueobacterias, que viven generalmente en nichos ecológicos bajo condiciones extremas, tienen lípidos de membrana que contienen hidrocarburos ramificados de cadena larga (32 carbonos) unidos en cada extremo al glicerol.

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Estas uniones son a través de enlaces éter: enlaces mucho más estables a la hidrólisis a pH bajo y elevada temperatura que los enlaces éster que se encuentran en los lípidos de bacterias y eucariotas. En cada extremo de la molécula extendida, hay una cabeza polar que consiste en glicerol unido a residuos fosfato o azúcar. El nombre general de estos compuestos, glicerol dialquil glicerol tetraéteres (GDGT), refleja su estructura única y singular.

Los esfingolípidos son derivados de la esfingosina. Los esfingolípidos también tienen un grupo de cabeza polar y dos colas apolares. Pero, a diferencia de los glicerofosfolípidos y de los galactolípidos, no contienen glicerol. Los esfingolípidos están compuestos por una molécula del aminoalcohol alifático de cadena larga esfingosina (también llamada 4-esfingenina), o uno de sus derivados. A la esfingosina se unen:  

En una posición, un ácido graso de cadena larga. En la otra posición, un grupo de cabeza polar. Éste grupo puede estar unido a la esfingosina mediante enlace glucosídico o, en otros casos, mediante enlace fosfodiéster.

Los carbonos C-1, C-2 y C-3 de la esfingosina, son estructuralmente análogos a los tres carbonos del glicerol en los glicerofosfolípidos. Cuando el ácido graso se une mediante enlace amida al –NH2 del C-2, el compuesto que se obtiene es una ceramida. La ceramida es la unidad estructural fundamental de todos los esfingolípidos. Es estructuralmente similar a un diacilglicerol. Existen tres subclases de esfingolípidos, todas ellas derivadas de la ceramida, pero que difieren en sus grupos de cabeza: esfingomielinas, glucolípidos neutros (sin carga) y gangliósidos.

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

Esfingomielinas. Contienen fosfocolina o fosfoetanolamina como grupo de cabeza polar, por lo que se clasifican como fosfolípidos (junto con los glicerofosfolípidos). Las esfingomielinas se parecen, por supuesto, a las fosfatidilcolinas en sus propiedades generales y en su estructura tridimensional, y también por no tener carga neta en sus grupos de cabeza polares.

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Las esfingomielinas se encuentran presentes en las membranas plasmáticas de las células animales. Son especialmente abundantes en la mielina, una vaina que rodea y aísla a los axones de algunas neuronas: de allí su nombre, “esfingomielinas”.



Glucoesfingolípidos. Se encuentran, principalmente, en la cara externa de la membrana plasmática. En su grupo de cabeza tienen uno o más azúcares conectados directamente al –OH del C-1 de la porción ceramida. No contienen fosfato. Pertenecen al grupo de los glucolípidos. Los cerebrósidos son un tipo de glucoesfingolípido. Tienen un único azúcar unido a la ceramida. Los cerebrósidos que contienen galactosa se encuentran característicamente en las membranas plasmáticas de células del tejido nervioso. Los cerebrósidos que contienen glucosa se hallan en las membranas plasmáticas de células de tejidos no nerviosos. Los globósidos son otro tipo de glucoesfingolípido. Tienen dos o más azúcares: es decir, un di-, tri- o tetrasacárido unido al –OH del C-1 de la ceramida. Dado que no tienen carga a pH 7, los cerebrósidos y los globósidos se suelen denominar glucolípidos neutros.



Gangliósidos. Son los esfingolípidos más complejos. Contienen grupos de cabeza polares formados por oligosacáridos muy complejos, y uno o varios residuos de ácido N-acetilneuramínico (Neu5Ac) terminales. El Neu5Ac es un ácido siálico (a menudo llamado simplemente ácido siálico). Éste ácido siálico le aporta al gangliósido una carga negativa a pH 7: esto distingue a los gangliósidos de los globósidos.

Los esfingolípidos de la superficie celular son sitios de reconocimiento biológico. En la especie humana, se identificaron al menos 60 esfingolípidos diferentes de las membranas celulares. Muchos de ellos desempeñan un papel especialmente importante en las membranas plasmáticas de neuronas, y algunos de ellos son claramente sitios de reconocimiento en la superficie celular.

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Los gangliósidos se concentran en la superficie exterior de las células, en donde presentan puntos de reconocimiento para moléculas extracelulares o superficies de células vecinas. Los tipos y cantidades de gangliósidos en la membrana plasmática cambian drásticamente en el desarrollo embrionario. La formación de tumores induce la síntesis de un nuevo complemento de los gangliósidos, y se ha encontrado que concentraciones muy bajas de un gangliósido específico inducen la diferenciación de células neuronales tumorales en cultivo.

Los esteroles tienen cuatro anillos hidrocarbonados fusionados.

Como puede verse, los esteroles pertenecen al grupo de los esteroides: son, por ende, lípidos no saponificables. Además, se caracterizan por poseer al menos un grupo hidroxilo. Los esteroles son lípidos estructurales que se hallan presentes en la membrana de la mayoría de las células eucarióticas. La estructura característica de los esteroles es la del núcleo esteroide, que consiste en cuatro anillos hidrocarbonados fusionados: tres anillos de seis carbonos, y el cuarto anillo con cinco carbonos. El núcleo esteroide (la molécula de esterano, también llamada ciclopentanoperhidrofenantreno) es casi plano y relativamente rígido: los anillos fusionados no permiten la rotación alrededor de los enlaces C-C. El colesterol es el principal esterol en los tejidos animales. Es anfipático, con un grupo de cabeza polar (grupo hidroxilo en C-3) y un cuerpo hidrocarbonado apolar (el núcleo esteroide y la cadena lateral hidrocarbonada en C-17).

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El colesterol es, además, un compuesto alicíclico: un compuesto orgánico en el que la cadena alifática se cierra formando un anillo, es decir, una estructura cíclica no aromática. En su estructura puede reconocerse: 1. 2. 3. 4.

Un núcleo de ciclopentanoperhidrofenantreno (o núcleo esteroide) con sus cuatro anillos fusionados. Un grupo hidroxilo en la posición C-3. Un centro insaturado entre C-5 y C-6. Una cadena hidrocarbonada ramificada (o cadena lateral alquílica), de 8 carbonos, unida al anillo D en la posición 17. 5. Un grupo metilo (denominado C-19) unido al C-10. 6. Otro grupo metilo (denominado C-18) unido al C-13. El colesterol es un lípido muy poco soluble en agua pero, sin embargo, extremadamente soluble en sangre. La concentración de colesterol en el plasma de individuos sanos es, normalmente, entre 150 y 200 mg/dl, lo que constituye el doble de la concentración de glucosa sanguínea normal. Esto último es explicable debido a la presencia de unas proteínas, denominadas lipoproteínas plasmáticas (principalmente, LDL y VLDL), que poseen la capacidad de fijar y, por lo tanto, solubilizar grandes cantidades de colesterol. Otro lugar en donde el colesterol es especialmente abundante, es en la bilis, en donde la concentración normal es de 390 mg/100 ml. Al contrario de lo que sucede en la sangre, la bilis no contiene cantidades apreciables de ninguna de las lipoproteínas. La solubilización se consigue, en parte, por las propiedades detergentes de los fosfolípidos presentes en la misma bilis, y que provienen del hígado. Las sales biliares, derivadas del colesterol, también ayudan a mantener la solubilidad del colesterol. El colesterol puede provenir de la dieta, o puede ser sintetizado por prácticamente todas las células del organismo. La síntesis es a partir de acetil-CoA, y se da fundamentalmente en hígado, corteza renal, piel, intestino y aorta (pese a esto, recordar: puede sintetizarse en cualquier tejido). El colesterol posee una serie de funciones que lo hacen indispensable. En primer lugar, se trata de uno de los componentes principales de, virtualmente, todas las superficies celulares y las membranas intracelulares. Forma parte estructural de dichas membranas, confiriéndoles estabilidad. Es especialmente abundante en las estructuras mielinizadas del cerebro y del sistema nervioso central, aunque apenas se encuentra en la membrana interna de la mitocondria. Un segundo papel del colesterol es como precursor inmediato de los ácidos biliares, cuya síntesis tiene lugar en el hígado. Los ácidos biliares son derivados polares del colesterol, que actúan facilitando la absorción de los triacilgliceroles y de las vitaminas liposolubles de la dieta: actúan como detergentes en el intestino, emulsionando las grasas de la dieta para hacerlas accesibles a las lipasas digestivas.

La estructura anular del colesterol impide su metabolización a CO2 y agua en el ser humano. Por ello, su ruta de excreción se realiza a través del hígado, de la vesícula biliar y del intestino, en forma de ácidos biliares.

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Otra importante función del colesterol, es la de ser el precursor de diversas hormonas esteroides. Es la molécula base que sirve para la síntesis de casi todos los esteroides. Los corticosteroides metabólicamente potentes de la corteza adrenal, son derivados del colesterol. También la desoxicorticosterona, la corticosterona, el cortisol, y la cortisona. Del mismo modo, hay presencia del esqueleto carbonado del colesterol en esteroles de origen vegetal: por ejemplo, en el ergosterol, un precursor de la vitamina D.

Los esteroles de todos los eucariotas se sintetizan a partir de subunidades sencillas de isopreno (o 2-metil1,3-butadieno): un hidrocarburo de cinco carbonos que puede dar lugar a polímeros denominados isoprenoides o terpenos. Lo mismo las vitaminas liposolubles, las quinonas y los dolicoles (otras moléculas lipídicas).

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12. Lípidos. 12.3) Lípidos como señales, cofactores y pigmentos. Las dos clases funcionales de lípidos consideradas hasta el momento (de almacenamiento y estructurales), son componentes celulares mayoritarios:  

Los lípidos de las membranas representan entre el 5 y el 10% de la masa seca de muchas células. Los lípidos de almacenamiento representan más del 80% de la masa de un adipocito.

Estos lípidos suelen jugar un papel pasivo en la célula: los combustibles lipídicos están almacenados hasta que son oxidados por enzimas, y los lípidos de membrana forman barreras impermeables que separan células y compartimientos celulares. Existe otro grupo de lípidos que, aunque son componentes celulares relativamente minoritarios, tienen papeles activos en el tráfico metabólico en tanto que metabolitos o mensajeros: 1. Algunos son señales potentes. Por ejemplo, las hormonas transportadas en la sangre desde un tejido a otro, o los mensajeros intracelulares generados en respuesta a una señal extracelular. 2. Otros funcionan como cofactores enzimáticos. Por ejemplo, en las reacciones de transferencia de electrones que se dan en cloroplastos y mitocondrias, o en la transferencia de porciones de azúcar en un gran número de reacciones de glucosilación. 3. Un tercer grupo consiste en lípidos con un sistema de doble enlaces conjugados: moléculas de pigmentos que absorben luz visible. Algunos de estos pigmentos actúan captando la luz en la visión y en la fotosíntesis. Otros producen coloraciones naturales tales como el anaranjado de las zanahorias, o el amarillo de las plumas de canario. 4. Finalmente, un grupo muy extenso de lípidos volátiles producidos en las plantas actúan de señal a través del aire, permitiendo que las plantas se comuniquen entre sí. También son útiles para atraer animales amigos, y disuadir enemigos.

Los fosfatidilinositoles son derivados de la esfingosina que actúan como señales intracelulares. El fosfatidilinositol y sus derivados fosforilados actúan a varios niveles en la regulación de la estructura y del metabolismo celulares. Por ejemplo, en el siguiente mecanismo de señalización: 1. Determinadas señales extracelulares, tales como la hormona vasopresina, interactúan con receptores específicos de la membrana citoplasmática, activando a una fosfolipasa C específica de dicha membrana. 2. Esta fosfolipasa C hidroliza a una molécula de fosfatidilinositol-4,5-bisfosfato presente en el citoplasma, liberando dos productos que actúan como mensajeros intracelulares:

3. La combinación del diacilglicerol y del aumento de Ca2+ citosólico, activa la proteína quinasa C. Mediante la fosforilación de proteínas específicas, esta enzima desencadena la respuesta celular a la señal extracelular.

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Diversas proteínas de señalización se pueden unir específicamente al fosfatidilinositol 3,4,5-trisfosfato en la membrana plasmática, lo que inicia la formación de complejos multienzimáticos en la superficie citosólica de la membrana. De esta manera, la formación del fosfatidilinositol 3,4,5-trisfosfato en respuesta a señales extracelulares, provoca la agrupación de proteínas en complejos supramoleculares de señalización. Del mismo modo, los esfingolípidos de membrana también actúan como fuente de mensajeros intracelulares. Tanto las ceramidas como la esfingomielina son potentes reguladores de las proteínas quinasas. Se sabe que la ceramida o sus derivados son capaces de intervenir en la regulación de la división celular, en la diferenciación, migración y muerte celular programada (apoptosis).

Los icosanoides transportan mensajes a las células vecinas. Los icosanoides son moléculas de carácter lipídico, derivadas de ácido grasos. Son hormonas paracrinas: sustancias que actúan sólo en las células próximas al punto de síntesis de la hormona, en lugar de ser transportadas por la sangre hasta células de otros tejidos u órganos. Los icosanoides tienen una diversidad de efectos extremadamente potentes sobre varios tejidos de vertebrados. Intervienen en la función reproductora; en la inflamación, la fiebre y el dolor asociados a las lesiones o enfermedades; en la formación de coágulos de sangre y en la regulación de la presión sanguínea; en la secreción gástrica ácida, y en diversos procesos importantes en la salud humana. Todos los icosanoides proceden del ácido araquidónico, ácido graso poliinsaturado de 20 carbonos. Hay tres clases de icosanoides: prostaglandinas, tromboxanos y leucotrienos. PROSTAGLANDINAS (PG). Contienen un anillo de cinco átomos de carbono que originalmente formaba parte de la cadena de ácido araquidónico. Originalmente se definieron dos grupos de prostaglandinas: PGE (solubles en éter) y PGF (solubles en tampón fosfato). Cada grupo contiene numerosos subtipos: PGE1, PGE2, PGE3… Las prostaglandinas tienen funciones diversas. Algunas estimulan la contracción del músculo liso del útero durante el parto, o en la menstruación. Otras afectan al flujo sanguíneo hacia órganos específicos, al ciclo sueño-vigilia, y a la capacidad de respuesta de ciertos tejidos a hormonas tales como la adrenalina y el glucagón. Otras prostaglandinas elevan la temperatura corporal (dando lugar a fiebre) y causan inflamación y dolor. TROMBOXANOS. Tienen un anillo de seis átomos que contiene una función éter. Son producidos por las plaquetas (también llamadas trombocitos) y actúan en la formación de coágulos sanguíneos, así como en la reducción del flujo sanguíneo hacia el sitio de un coágulo. LEUCOTRIENOS. Son señales biológicas potentes. Por ejemplo, el leucotrieno D4, derivado del leucotrieno A4, induce la contracción del músculo liso que recubre las vías aéreas del pulmón. La sobreproducción de leucotrienos genera ataques asmáticos y su síntesis constituye una de las dianas de medicamentos antiasmáticos (como la prednisona). Los antiinflamatorios no esteroideos (AINEs) inhiben a la enzima prostaglandina H2 sintasa (también conocida como ciclooxigenasa, o COX), que cataliza uno de los primeros pasos en la ruta del araquidonato a prostaglandinas y tromboxanos.

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Las hormonas esteroides transportan mensajes entre tejidos. Las hormonas esteroides se desplazan a través del torrente circulatorio mediante proteínas transportadoras: van desde el sitio de producción hasta los tejidos diana, donde entran en las células, ingresan al núcleo, se unen a proteínas receptoras altamente específicas y provocan cambios en la expresión génica (y, por consiguiente, en el metabolismo). Los principales grupos de hormonas esteroides son las hormonas sexuales masculinas y femeninas, y las hormonas de la corteza suprarrenal (el cortisol y la aldosterona). Las plantas vasculares contienen brasinólido, de tipo esteroide, que es un potente regulador del crecimiento: aumenta la velocidad de alargamiento de los tallos, y afecta la orientación de las microfibrillas de celulosa de la pared celular durante el crecimiento.

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Las vitaminas A y D son precursores hormonales. La vitamina D3 (colecalciferol) se forma en la piel a partir de 7-deshidrocolesterol, mediante una reacción fotoquímica accionada por el componente ultravioleta de la luz solar. Por sí mismo, el colecalciferol no es biológicamente activo, pero enzimas del hígado y de los riñones convierten a este precursor en 1,25-dihidroxicolecalciferol, hormona que regula la captación de calcio en el intestino y las concentraciones de calcio en riñones y huesos. La vitamina D2 (ergocalciferol) es un producto comercial formado por la irradiación UV del ergosterol de la levadura. Es similar estructuralmente al colecalciferol, con una pequeña modificación en la cadena lateral que se une al anillo D del esterol. Ambas vitaminas tienen los mismos efectos biológicos. Al igual que con las hormonas esteroides, el producto metabólico de la vitamina D (el 1,25-dihidroxicolecalciferol) regula la expresión génica al interactuar con proteínas receptoras nucleares específicas.

La vitamina A (retinol), en sus distintas formas, funciona como una hormona y como pigmento visual de los ojos de los vertebrados. En vertebrados, el pigmento β-caroteno se puede convertir enzimáticamente en vitamina A. El ácido retinoico, derivado de la vitamina A, actúa a través de proteínas receptoras nucleares para regular la expresión génica en el desarrollo del tejido epitelial (la piel incluida). El retinal, otro derivado de la vitamina A, es el pigmento que inicia la respuesta a la luz de los bastones y conos de la retina, produciendo una señal neuronal hacia el cerebro.

Las vitaminas E y K, y las quinonas lipídicas, son cofactores de oxidación-reducción. La vitamina E es el nombre colectivo de un grupo de lípidos estrechamente relacionados, denominados tocoferoles, que contienen un anillo aromático sustituido y una cadena lateral isoprenoide larga. Dado que son hidrofóbicos, los tocoferoles se asocian con las membranas celulares, los depósitos lipídicos y las lipoproteínas de la sangre. Los tocoferoles son antioxidantes biológicos. El anillo aromático reacciona con las formas más reactivas de radicales del oxígeno y otros radicales libres, destruyéndolos. De este modo, se protege de la oxidación a los ácidos grasos insaturados, y se previenen las lesiones oxidativas de los lípidos de las membranas, ambas causas de fragilidad celular.

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El anillo aromático de la vitamina K experimenta un ciclo de oxidación y reducción durante la formación de la protrombina activa, una proteína del plasma sanguíneo esencial para la formación del coágulo sanguíneo. La protrombina es una enzima proteolítica que rompe enlaces peptídicos del fibrinógeno, otra proteína sanguínea, convirtiéndola en fibrina, la proteína fibrosa insoluble que mantiene unidos los coágulos de sangre. La vitamina K1 (filoquinona) se encuentra en las hojas de las plantas verdes. Una forma relacionada, la vitamina K2 (menaquinona), es sintetizada por las bacterias que residen en el intestino de los vertebrados. La warfarina es un compuesto sintético que inhibe la formación de protrombina activa. Es muy venenoso para las ratas a las que les produce la muerte por hemorragia interna. Curiosamente, este potente rodenticida es también un valioso medicamento anticoagulante para el tratamiento de los pacientes con riesgo de coagulación excesiva de la sangre, como los pacientes operados y los que sufren trombosis coronaria. La ubiquinona (coenzima Q) y la plastoquinona son isoprenoides que funcionan como transportadores de electrones lipofílicos en las reacciones de oxidación-reducción que impulsan la síntesis de ATP en la mitocondria y en los cloroplastos, respectivamente. Ambas pueden aceptar bien uno bien dos electrones, al tiempo que uno o dos protones.

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Los dolicoles activan precursores glucídicos para la biosíntesis. Durante la formación de los glúcidos complejos de las paredes celulares bacterianas, así como en la adición de unidades polisacáridas a ciertas proteínas (glucoproteínas) y lípidos (glucolípidos) en eucariotas, las unidades glucídicas que se deben adicionar están químicamente activadas mediante unión a alcoholes isoprenoides llamados dolicoles. Estos compuestos tienen interacciones hidrofóbicas fuertes con los lípidos de membrana, anclando los glúcidos unidos a la membrana en donde participan en reacciones de transferencia de glúcidos.

Muchos pigmentos naturales son dienos conjugados lipídicos. Los dienos conjugados tienen cadenas carbonadas en las que se alternan enlaces dobles y sencillos. Debido a que este ordenamiento estructural permite la deslocalización de electrones, los compuestos se pueden excitar mediante radiación electromagnética de baja energía (luz visible), confiriéndoles coloración visible tanto para los ojos humanos como para los de otros animales. Lo mismo que los esteroides, esteroles, dolicoles, vitaminas A, E, D y K, ubiquinona y plastoquinona, estos pigmentos se sintetizan a partir de derivados del isopreno de cinco carbonos.

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13. Catabolismo de los ácidos grasos. La oxidación de los ácidos grasos de cadena larga hasta acetil-CoA, es una ruta central de producción de energía en muchos organismos y tejidos. En corazón e hígado de mamíferos, proporciona hasta el 80% de las necesidades energéticas en todas las circunstancias fisiológicas. Los electrones eliminados de los ácidos grasos durante su oxidación, pasan a través de la cadena respiratoria impulsando la síntesis de ATP. La acetil-CoA formada a partir de los ácidos grasos puede oxidarse completamente a CO2 a través del ciclo del ácido cítrico, con lo que la conservación de energía es aún mayor. En algunas especies y algunos tejidos, la acetil-CoA puede seguir rutas alternativas:  

En el hígado se puede convertir en cuerpos cetónicos, combustibles hidrosolubles que se exportan al cerebro y a otros tejidos cuando no hay glucosa disponible. En las plantas superiores, se utiliza preferentemente como precursor biosintético y sólo juega un papel secundario como combustible.

Pese a que la oxidación de los ácidos grasos tenga diferentes funciones biológicas en organismos distintos, el mecanismo es esencialmente el mismo. El mecanismo se denomina β-oxidación: proceso repetitivo de cuatro pasos por el que los ácidos grasos se convierten en acetil-CoA. Las largas cadenas alquílicas de los ácidos grasos presentes en los triglicéridos, son esencialmente hidrocarburos: estructuras muy reducidas con una energía de oxidación completa que es más del doble de la correspondiente al mismo peso de proteína o de glúcido. Esta ventaja va acompañada de la extrema insolubilidad de los lípidos en agua: los triacilgliceroles celulares se agregan en gotículas de lípido, que no aumentan la osmolaridad del citosol y no están solvatadas. Por el contrario, en los polisacáridos de almacenamiento el agua de solvatación puede constituir las dos terceras partes del peso total de las moléculas almacenadas. Por otra parte, debido a su relativa inercia química, los triacilgliceroles se pueden almacenar en grandes cantidades en una célula, y sin riesgo de que se produzcan reacciones químicas no deseadas con otros constituyentes celulares. Pese a todo esto, dada su insolubilidad en agua, los triacilgliceroles ingeridos deben ser emulsionados antes de poder ser digeridos por enzimas hidrosolubles del intestino, y luego deben transportarse en el torrente circulatorio mediante la acción de proteínas que compensen su insolubilidad. Para superar la relativa estabilidad de los enlaces C-C de un ácido graso, el grupo carboxílico en C-1 es activado por la unión a coenzima A, lo que permite la oxidación por pasos del grupo acilo graso en la posición C-3, o posición β: de allí el nombre de β-oxidación. La oxidación completa de los ácidos grasos a CO2 y H2O ocurre en tres etapas químicas: 1. β-oxidación: la oxidación de los ácidos grasos de cadena larga a fragmentos de dos átomos de carbono, en forma de acetil-CoA. 2. La oxidación de la acetil-CoA a CO2 en el ciclo del ácido cítrico. 3. La transferencia de electrones desde los transportadores electrónicos reducidos a la cadena respiratoria mitocondrial.

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13. Catabolismo de los ácidos grasos. 13.1) Digestión, movilización y transporte de grasas. Las células pueden obtener ácidos grasos combustibles a partir de tres fuentes: grasas consumidas en la dieta, grasas almacenadas en las células en forma de gotículas de lípidos, y grasas sintetizadas en un órgano para la exportación hacia otro órgano. Los vertebrados obtienen grasas de la dieta, movilizan grasa almacenadas en tejidos especializados y, en el hígado, convierten en grasas a los glúcidos que se encuentran en exceso para su exportación a otros tejidos. Los triacilgliceroles cubren más de la mitad de las necesidades energéticas de algunos órganos, especialmente del hígado, el corazón y el músculo esquelético en reposo.

Las grasas de la dieta se absorben en el intestino delgado. En los vertebrados, antes de poder ser absorbidos a través de la pared intestinal, los triacilgliceroles ingeridos en forma de partículas macroscópicas insolubles de grasa deben convertirse en micelas microscópicas finamente dispersadas. Esta solubilización es llevada a cabo por sales biliares (tales como el ácido taurocólico) que son sintetizadas en el hígado a partir del colesterol, almacenadas en la vesícula biliar y liberadas al intestino delgado tras la ingestión de una comida que contenga grasas. Las sales biliares son compuestos anfipáticos que actúan como detergentes biológicos, convirtiendo a las grasas de la dieta en micelas mixtas de ácidos biliares y triacilgliceroles.

La formación de micelas incrementa enormemente la fracción de lípidos accesibles a la acción de las lipasas hidrosolubles en el intestino: las lipasas convierten a los triacilgliceroles en monoacilgliceroles y diacilgliceroles, ácidos grasos libres y glicerol.

Estos productos de la acción de las lipasas, difunden hacia el interior de las células epiteliales que recubren la superficie intestinal (la mucosa intestinal). Allí, se convierten nuevamente en triacilgliceroles, y se empaquetan junto con colesterol de la dieta y con proteínas específicas para formar agregados lipoproteicos denominados quilomicrones.

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Las apolipoproteínas son proteínas que se unen a lípidos en la sangre, y son responsables del transporte de triacilgliceroles, fosfolípidos, colesterol y ésteres de colesterol entre los diferentes órganos. Diversas combinaciones de lípidos y proteínas producen partículas de densidad diferente: desde los quilomicrones y las lipoproteínas de muy baja densidad (VLDL, very low-density lipoproteins), hasta las lipoproteínas de muy alta densidad (VHDL, very high-density lipoproteins). Debido a su diferente densidad, estas moléculas pueden separarse por ultracentrifugación. La parte proteica de las lipoproteínas es reconocida por receptores de la superficie celular. En el proceso de captación de lípidos desde el intestino, los quilomicrones, que contienen la apolipoproteína C-II (apoC-II), pasan desde la mucosa intestinal hasta el sistema linfático, desde donde penetran en la sangre que los transporta hasta el músculo y el tejido adiposo. En los capilares de estos tejidos, la enzima extracelular lipoproteína lipasa es activada por la apoC-II, e hidroliza los triacilgliceroles a ácidos grasos y glicerol, que son captados por las células de los tejidos diana. En el músculo, los ácidos grasos se oxidan para obtener energía. En el tejido adiposo, se reesterifican para su almacenamiento en forma de triacilgliceroles. Los restos de los quilomicrones, de los que se ha retirado la mayor parte de los triacilglicéridos, llegan al hígado a través de la sangre. Los triacilgliceroles que entran en el hígado a través de esta ruta, pueden ser oxidados para generar energía o bien para proporcionar precursores que sirven para la síntesis de cuerpos cetónicos. Cuando la dieta contiene más ácidos grasos de los necesarios de modo inmediato para combustible o para obtener precursores, el hígado empaqueta a estos triacilgliceroles con apolipoproteínas específicas para formar VLDL. Las VLDL son transportadas vía torrente sanguíneo hasta el tejido adiposo, en donde los triacilgliceroles pasan a ser almacenados en forma de gotículas de lípido en el interior de los adipocitos.

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Las hormonas activan la movilización de triacilgliceroles almacenados. Las gotículas de lípidos contienen un núcleo de ésteres de colesterol y triacilgliceroles rodeados por una monocapa de fosfolípidos. La superficie de estas gotículas está revestida con perilipinas: una familia de proteínas que restringen el acceso a las gotículas, impidiendo su movilización inoportuna. Cuando las hormonas señalan que existe una necesidad de energía metabólica, las reservas de triacilgliceroles se movilizan (se extraen del almacenamiento) y se transportan a los tejidos (músculo esquelético, corazón, corteza suprarrenal) en los que pueden oxidarse ácidos grasos para producir energía. La adrenalina y el glucagón, hormonas secretadas en respuesta a niveles bajos de glucosa en sangre, activan a la enzima adenilil ciclasa presente en la membrana plasmática de los adipocitos. Esta enzima produce el mensajero intracelular AMP cíclico (cAMP). La proteína quinasa dependiente de cAMP (PKA) fosforila a la perilipina A. La perilipina A fosforilada hace que la lipasa sensible a la acción hormonal (o TAG lipasa) del citosol se traslade a la superficie de la gotícula de lípido, en donde empieza a hidrolizar a los triacilgliceroles, convirtiéndolos en ácidos grasos libres y glicerol. A medida que la lipasa sensible a hormonas hidroliza triacilgliceroles en los adipocitos, los ácidos grasos así liberados (ácidos grasos libres: FFA) pasan desde los adipocitos a la sangre, donde se unen a la albúmina sérica. Esta proteína de la sangre, que representa aproximadamente la mitad de la proteína total del suero, llega a unir de forma no covalente hasta 10 ácidos grasos por monómero de proteína. Luego, los ácidos grasos son transportados por estas proteínas hasta los tejidos diana, en los cuales se disocian de la albúmina y son transportados por transportadores de la membrana plasmática hasta el interior de las células, para servir de combustible. Aproximadamente, el 95% de la energía biológicamente disponible de los triacilgliceroles reside en sus tres ácidos grasos de cadena larga. La parte glicerol sólo contribuye en un 5%. El glicerol liberado por la acción de la lipasa, es fosforilado por la glicerol quinasa. El glicerol 3-fosfato resultante se oxida a dihidroxiacetona fosfato. La enzima glucolítica triosa fosfato isomerasa convierte a este compuesto en gliceraldehído 3-fosfato, que se oxida en la glucólisis.

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Los ácidos grasos son activados, y transportados al interior de las mitocondrias. En las células animales, las enzimas que se encargan de la oxidación de los ácidos grasos se localizan en la matriz mitocondrial. Los ácidos grasos con longitudes de cadena de 12 o menos carbonos, entran en la mitocondria sin la ayuda de transportadores de membrana. Aquellos con 14 o más carbonos, es decir, la mayoría de los FFA obtenidos en la dieta o liberados del tejido adiposo, no pueden pasar directamente a través de las membranas mitocondriales. Antes, deben someterse a las tres reacciones enzimáticas de la lanzadera de la carnitina: 1. Reacción catalizada por una familia de isozimas presentes en la membrana mitocondrial externa, las acil-CoA sintetasas, que llevan a cabo la reacción general

De esta manera, las acil-CoA sintetasas catalizan la formación de un enlace tioéster entre el grupo carboxilo del ácido graso y el grupo tiol de la coenzima A, generando un acil graso-CoA. Esta reacción está acoplada a la escisión de ATP en AMP y pirofosfato. Esta reacción tiene lugar en dos pasos, e implica la formación de un intermedio acil graso-adenilato. Los acil graso-CoA, al igual que la acetil-CoA, son compuestos de alta energía: su hidrólisis a FFA y CoA presenta una variación grande y de signo negativo de energía libre estándar (∆G’º = -31 kJ/mol). La formación de un acil graso-CoA se hace más favorable mediante la hidrólisis de dos enlaces de alta energía en el ATP: el pirofosfato formado en esta reacción de activación es hidrolizado inmediatamente por una pirofosfato inorgánico hidrolasa. La reacción global es:

Los ésteres de acil graso-CoA, formados en el lado citosólico de la membrana mitocondrial externa, pueden transportarse al interior de la mitocondria y ser oxidados para producir ATP, o pueden utilizarse en el citosol para sintetizar lípidos de membrana. 2. Los ácidos grasos destinados a la oxidación mitocondrial, se unen transitoriamente al grupo hidroxilo de la carnitina para formar acil-carnitina, segunda reacción de la lanzadera. Esta transesterificación es catalizada por la carnitina aciltransferasa I presente en la membrana externa.

El acil-CoA pasa a través de la membrana externa y se convierte en éster de carnitina en el espacio intermembrana, o bien el éster de carnitina se forma en el lado citosólico y a continuación es transportado a través de la membrana externa hasta el espacio intermembrana. No se conoce con exactitud cuál de los dos mecanismos tiene lugar. Sea como sea, la CoA es regresada a la reserva citosólica. Además, en ambos casos, el paso a través del espacio intermembrana tiene lugar a través de grandes poros (formados por la proteína porina) de la membrana externa.

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A continuación, el éster acil graso-carnitina penetra en la matriz por difusión facilitada, mediante el transportador de acil-carnitina/carnitina de la membrana mitocondrial interna: un sistema de transporte acoplado a la carnitina aciltransferasa I. 3. En el tercer y último paso de la lanzadera de carnitina, el grupo acilo graso se transfiere enzimáticamente desde la carnitina hasta una coenzima A intramitocondrial, por acción de la carnitina aciltransferasa II. Esta isozima, localizada en la cara interna de la membrana mitocondrial interna, regenera el acil graso-CoA y lo libera, junto a la carnitina libre, al interior de la matriz mitocondrial. La carnitina vuelve a penetrar en el espacio intermembrana y regresa al citosol, mediante el transportador de acil-carnitina/carnitina: sistema de transporte vía la carnitina aciltransferasa II.

Este proceso en tres pasos para la transferencia de ácidos grasos al interior de la mitocondria (esterificación con la CoA, transesterificación a la carnitina seguida de transporte, y transesterificación de nuevo con CoA) une dos fondos (pools) separados de coenzima A y de acil graso-CoA, uno en el citosol y el otro en la mitocondria. Estos dos fondos tienen funciones diferentes. La coenzima A de la matriz mitocondrial se usa fundamentalmente en la degradación oxidativa de piruvato, ácidos grasos y algunos aminoácidos. La coenzima A citosólica se utiliza en la biosíntesis de ácidos grasos. El acil graso-CoA del fondo citosólico puede utilizarse para la síntesis de lípidos de membrana, o puede transportarse a la matriz mitocondrial para oxidación y producción de ATP. La conversión en el éster de carnitina compromete la porción acilo graso a un destino oxidativo.

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El proceso de entrada en el que interviene la carnitina, es el paso limitante de la velocidad en la oxidación de ácidos grasos en la mitocondria. Además, es un punto de regulación. Una vez en el interior de la mitocondria, el acil graso-CoA es procesado rápidamente por parte de un grupo de enzimas de la matriz.

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13. Catabolismo de los ácidos grasos. 13.2) Oxidación de los ácidos grasos. Como se señaló anteriormente, la oxidación mitocondrial de los ácidos grasos se produce en tres fases: 1. En la primera fase, la β-oxidación, los ácidos grasos experimentan la eliminación oxidativa de unidades sucesivas de dos átomos de carbono en forma de acetil-CoA. Esto sucede a partir del extremo carboxilo de la cadena de ácido graso. Ej.: El ácido palmítico, de 16 átomos de carbono (palmitato a pH 7), se somete siete veces a esta secuencia oxidativa: en cada uno de los pasos pierde dos carbonos en forma de acetil-CoA. Al final de los siete ciclos, los dos últimos átomos de carbono del palmitato (originalmente C-15 y C-16) quedan en forma de acetil-CoA. El resultado global es la conversión de la cadena de 16 carbonos del palmitato, en ocho grupos acetilo de dos carbonos (cada grupo presente en una molécula de acetil-CoA). La formación de cada acetil-CoA requiere la eliminación de cuatro átomos de hidrógeno (dos pares de electrones y cuatro H+) de la parte acilo graso, por parte de deshidrogenasas. 2. El acetil-CoA procedente de la oxidación de los ácidos grasos, entra en el ciclo del ácido cítrico junto con el acetil-CoA procedente de la glucosa vía glucólisis y oxidación del piruvato. Las dos primeras fases de la oxidación de los ácidos grasos producen los transportadores electrónicos reducidos NADH y FADH2. 3. Los transportadores electrónicos reducidos NADH y FADH2 donan sus electrones a la cadena respiratoria mitocondrial, a través de la cual los electrones se transportan hacia el oxígeno molecular, con la fosforilación concomitante de ADP a ATP. De este modo, la energía liberada por la oxidación de los ácidos grasos se conserva en forma de ATP. Cabe mencionar que la β-oxidación para el caso sencillo de una cadena de ácido graso saturada con número par de átomos de carbono, tiene algunas diferencias con la β-oxidación para el caso ligeramente más complicado de cadenas insaturadas y de número impar de átomos de carbono. Por último, decir que los procesos β-oxidativos también se dan en otros orgánulos (peroxisomas y glioxisomas). Y además, existen otras dos formas menos generales de catabolismo de los ácidos grasos: la α-oxidación y la ω-oxidación. En este resumen no nos ocuparemos de lo que concierne a este último párrafo.

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La β-oxidación de los ácidos grasos saturados se produce en cuatro pasos básicos. La β-oxidación de los ácidos grasos está constituida por cuatro reacciones catalizadas por enzimas: 1. La deshidrogenación del acil graso-CoA genera un doble enlace entre los átomos de carbono α y β (C-2 y C-3). Esto da lugar a un trans-∆2-enoil-CoA (el símbolo ∆2 designa la posición del doble enlace). Obsérvese que el nuevo doble enlace tiene configuración trans, mientras que los ácidos grasos insaturados naturales suelen tener sus dobles enlaces en configuración cis. Este primer paso puede ser catalizado por tres isozimas de la acil-CoA deshidrogenasa: cada isozima es específica para un intervalo de longitudes de la cadena del ácido graso. La VLCAD (very long-chain acyl-CoA-dehydrogenase) actúa sobre ácidos grasos de 12 a 18 carbonos. La MCAD (medium-chain acyl-CoA-dehydrogenase) actúa sobre ácidos grasos de 4 a 14 carbonos. La SCAD (short-chain acyl-CoA-dehydrogenase) actúa sobre ácidos grasos de 4 a 8 carbonos. Las tres isozimas son flavoproteínas con FAD como grupo prostético. Los electrones eliminados del acil graso-CoA se transfieren al FAD, y la forma reducida de la deshidrogenasa cede inmediatamente sus electrones a un transportador electrónico de la cadena respiratoria mitocondrial: la flavoproteína transferidora de electrones (ETF). La oxidación catalizada por una acil-CoA deshidrogenasa, es análoga a la deshidrogenación del succinato en el ciclo del ácido cítrico. En ambas reacciones: la enzima está unida a la membrana interna, se introduce un doble enlace en un ácido carboxílico entre los átomos de carbono α y β, el FAD actúa de aceptor de electrones, y los electrones de la reacción entran finalmente en la cadena respiratoria, pasando al O2, y produciéndose la síntesis concomitante de alrededor de 1,5 moléculas de ATP por par de electrones. 2. En el segundo paso del ciclo de la β-oxidación, se adiciona agua al doble enlace del trans-∆2-enoil-CoA, formándose así el estereoisómero L del β-hidroxiacil-CoA (también denominado 3-L-hidroxiacil-CoA). Esta reacción, catalizada por la enoil-CoA hidratasa, es formalmente análoga a la reacción de la fumarasa en el ciclo del ácido cítrico (reacción en la que también se adiciona H2O a un doble enlace α-β).

3. En el tercer paso, se deshidrogena el L-β-hidroxiacil-CoA para formar β-cetoacil-CoA, por acción de la β-hidroxiacil-CoA deshidrogenasa. Esta enzima es absolutamente específica para el estereoisómero L del hidroxiacil-CoA. El NAD+ es el aceptor de electrones. El NADH formado en esta reacción, dona sus electrones a la NADH deshidrogenasa, un transportador electrónico de la cadena respiratoria. Al pasar los electrones al O2, se forma ATP a partir de ADP. La reacción catalizada por la β-hidroxiacil-CoA deshidrogenasa, es análoga a la reacción de la malato deshidrogenasa en el ciclo del ácido cítrico.

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4. El cuarto y último paso del ciclo de la β-oxidación, está catalizado por la acil-CoA acetiltransferasa (más comúnmente denominada tiolasa). Esta enzima promueve la reacción entre el β-cetoacil-CoA y una molécula de CoA libre, dando lugar a la separación del fragmento carboxilo terminal de dos carbonos de la cadena original del ácido graso en forma de acetil-CoA. El otro producto es el tioéster de coenzima A del ácido graso con dos carbonos menos. Esta reacción se conoce como tiólisis, por analogía con el proceso de hidrólisis, dado que el β-cetoacil-CoA se rompe por reacción con el grupo tiol de la coenzima A.

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Tal como se señaló anteriormente, el enlace simple entre los grupos metileno (–CH2–) de los ácidos grasos es relativamente estable. La secuencia de la β-oxidación constituye un mecanismo elegante para desestabilizar y romper estos enlaces: Las primeras tres reacciones de la β-oxidación crean un enlace C-C mucho menos estable, en el que el carbono α (C-2) está unido a dos carbonos carbonílicos (el intermedio β-cetoacil-CoA). La función cetona del carbono β (C-3) lo convierte en una buena diana para el ataque nucleofílico a cargo del –SH de la CoA, catalizado por la tiolasa. La acidez del hidrógeno α y la estabilización por resonancia del carbanión generado por la pérdida de este hidrógeno convierten al grupo –CH2—CO—S-CoA en un buen grupo saliente, lo que facilita la ruptura del enlace α-β.

Los cuatro pasos de la β-oxidación se repiten para generar acetil-CoA y ATP. En un paso a través de la secuencia de la β-oxidación, se eliminan una molécula de acetil-CoA, dos pares de electrones y cuatro protones (H+) del acil graso-CoA de cadena larga, acortándolo en dos átomos de carbono. La ecuación correspondiente a un solo paso, comenzando con el éster de CoA de nuestro ejemplo, el palmitato, es:

Después de la eliminación de una unidad de acetil-CoA del palmitil-CoA, queda el tioéster de coenzima A del ácido graso de cadena acortada (en este caso, el miristato de 14 carbonos). Éste tioéster es denominado miristil-CoA. Ahora, el miristil-CoA puede volver a entrar en otra serie de cuatro reacciones de β-oxidación, exactamente análogas a las primeras, para generar una segunda molécula de acetil-CoA y lauril-CoA (es decir, el tioéster de coenzima A y un laurato de 12 carbonos). En total, se requieren siete pasos a través de la secuencia de la β-oxidación para oxidar una molécula de palmitil-CoA a ocho moléculas de acetil-CoA. La reacción global es:

Cada molécula de FADH2 formada durante la oxidación del ácido graso, dona un par de electrones a la ETF de la cadena respiratoria y se generan alrededor de 1,5 moléculas de ATP durante la posterior transferencia de cada par de electrones O2. De modo similar, cada molécula de NADH formada libera un par de electrones a la NADH deshidrogenasa mitocondrial, y la posterior transferencia de cada par de electrones al O2 tiene como resultado la formación de alrededor de 2,5 moléculas de ATP. Así, en cada uno de los pasos a través de la secuencia se forman cuatro (4) moléculas de ATP por cada unidad de dos carbonos eliminada de un ácido graso. Obsérvese que, en este proceso, también se produce H2O. La transferencia de electrones desde el NADH o el FADH2 hasta el O2, da lugar a la formación de un H2O por cada par de electrones. La reducción del O2 por el NADH consume también un H+ por molécula de NADH:

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En los animales que hibernan, la oxidación de ácidos grasos proporciona energía metabólica, calor y agua, todos ellos esenciales para la supervivencia de un animal que no come ni bebe durante largos períodos de tiempo. La ecuación global de la β-oxidación de una molécula de palmitil-CoA a ocho moléculas de acetil-CoA, incluyendo la transferencia electrónica y la fosforilación oxidativa, es:

Con respecto a la formación de NADH y FADH2 a partir de la β-oxidación de cualquier ácido graso, se aplica la fórmula (total de carbonos – 2)/2. Se le resta dos al total de carbonos del ácido graso debido a que la última ruptura para obtener acetil-CoA me da un total de dos moléculas de dicho compuesto. Dicho de otra manera, se genera la misma cantidad de NADH y FADH2 que cantidad de series de β-oxidación (para el caso del palmitato, siete series de β-oxidación). Por otra parte, la cantidad de acetil-CoA producto de la β-oxidación de cualquier ácido graso está dado, siempre, por total de carbonos/2.

El acetil-CoA puede continuar oxidándose vía ciclo del ácido cítrico. El acetil-CoA producido en la oxidación de los ácidos grasos puede oxidarse a CO2 y H2O a través del ciclo del ácido cítrico. La siguiente ecuación representa el balance de la segunda fase de la oxidación del palmitil-CoA, juntamente con las fosforilaciones acopladas de la tercera fase:

Combinando las últimas dos ecuaciones, obtenemos la ecuación global para la oxidación completa del palmitil-CoA a dióxido de carbono y agua:

En la siguiente tabla se resumen los rendimientos de NADH, FADH2 y ATP en los pasos sucesivos de la oxidación del palmitil-CoA. Puesto que la activación del palmitato a palmitil-CoA rompe los dos enlaces anhídrido fosfórico del ATP, el costo energético de la activación de un ácido graso es equivalente a dos ATP, y la ganancia neta por molécula de palmitato es de 106 ATP. La variación de energía libre estándar para la oxidación del palmitato a CO2 y H2O es de aproximadamente 9.800 kJ/mol. En condiciones estándar, se recuperan 106 x 30,5 kJ/mol = 3.230 kJ/mol (aproximadamente el 33% del máximo teórico). Sin embargo, si se calculan las variaciones de energía libre a partir de las concentraciones reales de reactivos y productos en las condiciones intracelulares, la recuperación de energía libre es de más del 60%: la conservación de energía es notablemente eficiente.

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En la materia se considera que por cada FADH2 se producen 2 ATP, y por cada NADH se producen 3 ATP. En base a esto, la β-oxidación produciría: 7 FADH2  14 ATP 7 NADH + 7 H+  21 ATP Luego, la oxidación vía ciclo del ácido cítrico y fosforilación oxidativa de las ocho (8) moléculas de acetil-CoA, produciría: 8 GTP  8 ATP (por acción de la nucleósido difosfato quinasa) 8 FADH2  16 ATP 24 NADH  72 ATP O, dicho de otra manera, la fosforilación oxidativa de 31 NADH produciría 93 ATP, y la de 15 FADH2 produciría 30 ATP. Así, restando los 2 ATP equivalentes necesarios para la formación del acil CoA, la oxidación completa del palmitato produciría 129 ATP (en vez de 108 ATP).

La oxidación de ácidos grasos insaturados requiere de la acción adicional de dos (2) enzimas más:  

La enoil CoA isomerasa y La 2,4-dienoil-CoA reductasa.

La oxidación completa de ácidos grasos de cadena impar requiere tres (3) reacciones adicionales.

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La oxidación de ácidos grasos está estrictamente regulada. La oxidación de los ácidos grasos consume un combustible precioso, y sólo tiene lugar cuando la necesidad de energía lo requiere. En el hígado, el acil graso-CoA formado en el citosol puede seguir dos rutas: 1. La β-oxidación a cargo de enzimas mitocondriales. 2. Su conversión en triacilgliceroles y fosfolípidos, ruta a cargo de enzimas citosólicas. La vía escogida depende de la velocidad de transferencia de los acil graso-CoA de cadena larga hasta la mitocondria. La lanzadera de carnitina, proceso de tres pasos por el cual se transportan grupos acilo grasos desde las acil graso-CoA citosólicas hasta la matriz mitocondrial, constituye el paso limitante de la velocidad de la oxidación de los ácidos grasos, y es un punto de regulación importante.

Una vez que los grupos acilo grasos entraron en la mitocondria, siguen obligatoriamente el proceso de oxidación hasta acetil-CoA. La concentración de malonil-CoA, el primer intermediario de la biosíntesis citosólica de ácidos grasos de cadena larga a partir de acetil-CoA, aumenta siempre que el animal recibe un suministro abundante de glúcidos: el exceso de glucosa que no pudo oxidarse o almacenarse en forma de glucógeno, se convierte en ácidos grasos en el citosol para su almacenamiento como triacilgliceroles. Como la malonil-CoA inhibe a la carnitina aciltransferasa I, siempre que el hígado reciba un suministro abundante de glucosa como combustible y fabrique activamente triacilgliceroles a partir del exceso de glucosa (biosíntesis de ácidos grasos), se garantiza la inhibición de la oxidación de los ácidos grasos.

Dos de las enzimas de la β-oxidación también están reguladas por metabolitos que señalan que existe energía suficiente. Cuando la relación [NADH]/[NAD+] es elevada, la β-hidroxiacil-CoA deshidrogenasa es inhibida. Además, concentraciones elevadas de acetil-CoA inhiben a la tiolasa. Recuerde que durante los períodos de contracción muscular vigorosa, o durante el ayuno, el descenso de la [ATP] y el aumento de la [AMP] activan a la AMPK, la proteína quinasa activada por AMP. La AMPK fosforila diversas enzimas diana, entre ellas la acetil-CoA carboxilasa, que cataliza la síntesis de malonil-CoA. Esta fosforilación y, en consecuencia, la inhibición de la acetil-CoA carboxilasa, disminuye la [malonil-CoA] y elimina la inhibición del transporte de acil graso-carnitina hacia la matriz mitocondrial, lo que permite que la β-oxidación reponga el suministro de ATP.

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14. Biosíntesis de lípidos. Como ya vimos, los lípidos realizan diversas funciones celulares: Constituyen la forma principal de almacenamiento energético en la mayoría de los organismos; son constituyentes principales de las membranas celulares; hay lípidos especializados que actúan como pigmentos (retinal, caroteno); cofactores (vitamina K); detergentes (sales biliares); transportadores (dolicoles); hormonas (derivados de la vitamina D, hormonas sexuales); mensajeros extra e intracelulares (icosanoides y derivados del fosfatidilinositol); anclaje de proteínas de membrana (ácidos grasos unidos covalentemente, grupos prenilo y fosfatidilinositol). Por consiguiente, la capacidad para la síntesis de los diversos lípidos es esencial para todos los organismos. Al igual que sucede con otras rutas biosintéticas, las secuencias de reacción que conciernen a los lípidos son endergónicas y reductoras: utilizan ATP como fuente de energía metabólica, y un transportador electrónico reducido (normalmente NADPH) como reductor.

14. Biosíntesis de lípidos. 14.1) Biosíntesis de ácidos grasos. La biosíntesis y la degradación de los ácidos grasos transcurren por vías diferentes, están catalizadas por conjuntos de enzimas distintas y tienen lugar en partes diferentes de la célula.

En la biosíntesis de los ácidos grasos participa un intermediario de tres carbonos, el malonil-CoA, que no interviene en la degradación.       

La biosíntesis de los ácidos grasos se produce en el citosol. Los intermediarios están unidos a los grupos SH de la proteína transportadora de acilos (ACP, acyl carrier protein). Las enzimas de la síntesis están organizadas en un complejo multienzimático: la ácido graso sintetasa. La cadena de ácidos grasos en crecimiento se alarga por la adición secuencial de dos carbonos derivados de la acetil-CoA. El dador activado es el malonil-ACP. El reductor es el NADPH. La elongación se detiene en la formación del palmitato (C-16). La elongación posterior, y la inserción de dobles enlaces, se realiza por otros sistemas enzimáticos.

El malonil-CoA se forma a partir del acetil-CoA y del bicarbonato. La formación del malonil-CoA a partir de acetil-CoA es un proceso irreversible, catalizado por la acetil-CoA carboxilasa. La enzima bacteriana tiene tres subunidades polipeptídicas diferentes. En las células animales, las tres actividades son parte de un único polipéptido multifuncional. Las células vegetales contienen ambos tipos de acetil-CoA carboxilasa. En todos los casos, la enzima contiene un grupo prostético biotina, unido mediante un enlace covalente tipo amida al grupo ε-amino de un residuo Lys que se encuentra en uno de los tres polipéptidos o dominios de la molécula enzimática.

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La reacción en dos pasos catalizada por esta enzima, es muy parecida a otras reacciones de carboxilación dependientes de biotina, tales como las catalizadas por la piruvato carboxilasa y la propionil-CoA carboxilasa. Un grupo carboxilo obtenido del bicarbonato (HCO3–) se transfiere en primer lugar a la biotina, en una reacción dependiente de ATP. El grupo biotinilo actúa como transportador temporal de CO2, transfiriéndolo a una molécula de acetil-CoA en el segundo paso, para así dar malonil-CoA.

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La síntesis de ácidos grasos transcurre mediante una secuencia de reacciones repetidas. En todos los organismos, las cadenas carbonadas largas de los ácidos grasos se forman mediante una secuencia repetida de reacciones con cuatro etapas. Estas cuatro etapas están catalizadas por un sistema al que se denomina ácido graso sintasa. En cada paso a través del ciclo, la cadena acilo graso se alarga dos carbonos. Tanto el cofactor que transporta electrones, como los grupos activadores de la secuencia anabólica reductora, son diferentes de los que actúan en el proceso oxidativo catabólico. Recordemos que en la β-oxidación, los aceptores electrónicos son el NAD+ y el FAD, y que el grupo activador es el grupo tiol (–SH) de la coenzima A. En cambio, el agente reductor en la secuencia de síntesis es el NADPH, y los grupos activadores son dos grupos –SH diferentes unidos a la enzima. Existen dos variantes principales de ácido graso sintasa: la ácido graso sintasa I (FAS I), presente en vertebrados y hongos, y la ácido graso sintasa II (FAS II), presente en plantas y bacterias. La FAS I de vertebrados consta de una única cadena polipeptídica multifuncional. La FAS I de mamíferos es el prototipo. Siete sitios activos diferentes para reacciones diferentes se encuentran en dominios separados. En las levaduras y otros hongos, existe una FAS I ligeramente diferente, formada por dos polipéptidos multifuncionales que forman un complejo con una arquitectura diferente de la de los vertebrados. Con los sistemas FAS I, la síntesis de ácidos grasos lleva a un solo producto y no se liberan intermediarios. Cuando la cadena alcanza la longitud de 16 carbonos, el producto (palmitato, o 16:0) abandona el ciclo. Los carbonos C-16 y C-15 del palmitato provienen de los átomos de carbono del metilo y del carboxilo, respectivamente, de una acetil-CoA utilizada directamente para cebar el sistema al principio. El resto de los átomos de carbono de la cadena, provienen del acetil-CoA vía malonil-CoA. La FAS II de plantas y bacterias es un sistema disociado: cada paso de la síntesis está catalizado por una enzima diferente. En este caso, los intermediarios pueden desviarse a otras rutas, como por ejemplo hacia la síntesis de ácido lipoico. A diferencia de la FAS I, la FAS II genera diversos productos entre los que se cuentan ácidos grasos saturados de diferentes longitudes y ácidos grasos insaturados, ramificados e hidroxilados. Además, en las mitocondrias de vertebrados también existe un sistema FAS II. La siguiente discusión se centra en la FAS I de mamíferos.

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En el complejo de la ácido graso sintasa (CAGS), el activador de la molécula de ácido graso es la proteína transportadora de acilos, o ACP, con un grupo tiol. Además, el complejo multienzimático ácido graso sintasa posee otras seis actividades enzimáticas: I. II. III. IV. V. VI.

Acetil CoA-ACP transacetilasa (AT) Malonil CoA-ACP transferasa (MT) β-Cetoacil-ACP sintasa (KS) β-Cetoacil-ACP reductasa (KR) β-Hidroxiacil-ACP deshidratasa (HD) Enoil reductasa-ACP (ER)

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El complejo de la ‘ácido graso sintasa’ de mamíferos tiene múltiples sitios activos. Los diversos dominios de la FAS I de mamíferos funcionan como enzimas distintas pero unidas. Cada sitio activo se encuentra en un dominio diferente dentro del gran polipéptido. A lo largo de todo el proceso, los intermedios permanecen unidos covalentemente, en forma de tioésteres, a uno de dos grupos tiol. Un sitio de unión es el grupo –SH de un residuo Cys en uno de los dominios de la sintasa (β-cetoacil-ACP sintasa, o KS). El otro es el grupo –SH de la proteína portadora de acilos (la ACP), un dominio separado del mismo polipéptido. La hidrólisis de los tioésteres es una reacción muy exergónica. La energía liberada ayuda a que dos pasos diferentes (paso 1 y paso 5) en la síntesis de ácidos grasos (condensación) sean termodinámicamente favorables. La proteína transportadora de acilos (ACP) es la lanzadora que mantiene unido al sistema. La ACP de mamíferos contiene el grupo prostético 4’-fosfopanteteína, que sirve de brazo flexible, uniendo a la cadena acilo graso creciente con la superficie del complejo de la acido graso sintasa, al tiempo que lleva a los intermediarios de la reacción desde un sitio activo de la enzima hasta el siguiente. Este grupo prostético está incrustado en forma de dominios dentro del polipéptido multifuncional de mamíferos.

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La ácido graso sintasa recibe los grupos acetilo y malonilo. Antes de que puedan empezar las reacciones de condensación que construyen la cadena de ácido graso, los dos grupos tiol del complejo enzimático se deben cargar con los grupos acilos correctos. En primer lugar, el grupo acetilo de la acetil-CoA se transfiere a la ACP. Esto ocurre en una reacción catalizada por el dominio malonil/acetil-CoA-ACP transferasa (MAT) del polipéptido multifuncional. A continuación, el grupo acetilo se transfiere al grupo –SH del residuo Cys de la β-Cetoacil-ACP sintasa (KS). La segunda transferencia, en este caso la del grupo malonilo desde la malonil-CoA hasta el grupo –SH de la ACP, también está catalizada por la malonil/acetil-CoA-ACP transferasa. Luego de estas dos transferencias, el complejo de la ácido graso sintasa se considera cargado: los grupos acetilo y malonilo están activados para el subsiguiente proceso de alargamiento de la cadena.  PASO 1: Condensación. La primera reacción en la formación de una cadena de ácido graso, es una condensación de Claisen formal. En esta reacción intervienen los grupos acetilo y malonilo activados, para formar acetoacetil-ACP: un grupo acetoacetilo unido a la ACP a través del grupo –SH de la fosfopanteteína. Simultáneamente se produce una molécula de CO2. Esta reacción está catalizada por la β-cetoacil-ACP sintasa, que transfiere el grupo acetilo (desde el grupo –SH de la Cys de la enzima) hasta el grupo malonilo (que se encuentra unido al –SH de ACP), convirtiéndose en la unidad metilo terminal de dos carbonos del nuevo grupo acetoacetilo. El átomo de carbono del CO2 liberado en esta reacción, es el mismo átomo de carbono que se introdujo originalmente en el malonil-CoA (a partir de HCO3–), mediante la reacción de la acetil-CoA carboxilasa. Así, el CO2 sólo se encuentra transitoriamente en enlace covalente durante la biosíntesis de ácidos grasos: se elimina a medida que se inserta cada unidad de dos carbonos. Este acoplamiento de la condensación a la descarboxilación del grupo malonilo, hace que el proceso sea globalmente muy exergónico. Mediante la utilización de grupos malonilo activados en la síntesis de ácidos grasos, y de acetato activado en su degradación, la célula consigue que ambos procesos sean energéticamente favorables aunque uno sea el inverso del otro. La energía extra requerida para que la síntesis de ácidos grasos sea favorable, la proporciona el ATP utilizado para sintetizar malonil-CoA a partir de acetil-CoA y HCO3–.  PASO 2: Reducción del grupo carbonilo. El acetoacetil-ACP, formado en la etapa de condensación, se reduce en el grupo carbonilo en C-3, formando D-β-hidroxibutiril-ACP. Esta reacción está catalizada por la β-cetoacil-ACP reductasa (KR), siendo el NADPH el dador electrónico. Obsérvese que el grupo D-β-hidroxibutirilo no tiene la misma forma esteroisómera que el intermedio L-β-hidroxiacilo en la oxidación de los ácidos grasos.

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 PASO 3: Deshidratación. Se eliminan los elementos del agua de los C-2 y C-3 del D-β-hidroxibutiril-ACP, formándose un doble enlace en el producto trans-∆2-butenoil-ACP. La enzima que cataliza esta deshidratación es la β-hidroxiacil-ACP deshidratasa (DH).  PASO 4: Reducción del doble enlace. Finalmente, el doble enlace del trans-∆2-butenoil-ACP se reduce (se satura), formando butiril-ACP por acción de la enoil-ACP reductasa (ER). De nuevo, el dador electrónico es el NADPH.

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En resumen, la biosíntesis de ácidos grasos:    

Ocurre en el citoplasma de la célula. Son reacciones de reducción. Involucra la oxidación de NADPH. Son reacciones endergónicas (gastan ATP).

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Las reacciones de la ácido graso sintasa se repiten hasta formar palmitato. La producción del acilo graso saturado-ACP de cuatro carbonos, completa un paso a través del complejo de la ácido graso sintasa. El grupo butirilo es ahora transferido desde el grupo –SH de la ACP hasta el grupo –SH de la Cys perteneciente a la β-cetoacil-ACP sintasa. Para empezar el siguiente ciclo de cuatro reacciones que alarga la cadena en dos carbonos más, se une otro grupo malonilo al grupo –SH de la fosfopanteteína de la ACP ahora desocupado. La condensación tiene lugar cuando el grupo butirilo, que actúa exactamente igual que el grupo acetilo en el primer ciclo, se une a dos carbonos del grupo malonil-ACP con la pérdida concomitante de CO2. El producto de esta condensación es un grupo acilo de seis carbonos, unido covalentemente al grupo –SH de la fosfopanteteína. Su grupo β-ceto se reduce en las tres etapas siguientes del ciclo de la sintasa produciendo el grupo acilo saturado, exactamente igual que en la primera vuelta de reacciones, pero en este caso formando un producto de seis carbonos. Siete ciclos de condensación y reducción producen el grupo saturado palmitilo, de 16 carbonos, aún unido a la ACP. El alargamiento de la cadena por el CAGS se detiene en este punto, liberándose palmitato libre de la molécula de ACP por acción de una actividad hidrolítica (tioesterasa; TE) en la proteína multifuncional. La reacción global para la síntesis de palmitato a partir de acetil-CoA se puede separar en dos partes. Primero, la formación de siete moléculas de malonil-CoA:

A continuación, siete ciclos de condensación y reducción:

Obsérvese que sólo se producen seis moléculas netas de agua, ya que una se utiliza para hidrolizar el enlace tioéster del palmitato con la enzima. El proceso global (suma de las dos ecuaciones anteriores) es:

La biosíntesis de ácidos grasos tales como el palmitato requiere, por lo tanto, acetil-CoA y el aporte de energía química en dos formas: el potencial de transferencia de grupo del ATP y el poder reductor del NADPH. El ATP se requiere para unir CO2 al acetil-CoA, produciendo malonil-CoA: el NADPH se requiere para reducir los dobles enlaces. En los eucariotas no fotosintéticos, existe un costo adicional en la síntesis de ácidos grasos debido a que el acetil-CoA se genera en la mitocondria y se ha de transportar al citosol. Esta etapa adicional consume dos ATP por molécula de acetil-CoA transportada, lo que aumenta el costo energético de la síntesis de ácidos grasos a tres ATP por unidad de dos carbonos.

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La biosíntesis de los ácidos grasos está perfectamente regulada. Regulación de la lipogénesis. Cuando una célula o un organismo dispone de más combustible metabólico del requerido para sus necesidades energéticas, el exceso se suele convertir en ácidos grasos que se almacenan en forma de lípidos tales como los triacilgliceroles. La reacción catalizada por la acetil-CoA carboxilasa es el paso limitante de la velocidad en la biosíntesis de los ácidos grasos: esta enzima es un importante sitio de regulación. En los vertebrados, el palmitil-CoA (el principal producto de la síntesis de ácidos grasos) actúa como retroinhibidor de esta enzima, mientras que el citrato es un activador alostérico que aumenta la Vmax. El citrato desempeña un papel central en la desviación del metabolismo celular desde el consumo (oxidación) del combustible metabólico, hacia su almacenamiento en forma de ácidos grasos. Cuando existe un aumento en las concentraciones mitocondriales de acetil-CoA y de ATP, el citrato se transporta fuera de la

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mitocondria. Allí, el citrato se convierte tanto en un precursor de acetil-CoA citosólica como en una señal alostérica para la activación de la acetil-CoA carboxilasa. Al mismo tiempo, el citrato inhibe la actividad de la fosfofructoquinasa-I, reduciendo de esta manera el flujo de carbono a través de la glucólisis.

La acetil-CoA carboxilasa también está regulada por modificación covalente: la fosforilación, desencadenada por las hormonas glucagón y adrenalina, inactiva a la enzima. Esta inactivación reduce su sensibilidad a la activación por citrato, lo que hace que la síntesis de ácidos grasos sea más lenta. En su forma activa (desfosforilada), la acetil-CoA carboxilasa se polimeriza dando lugar a filamentos largos; la fosforilación va acompañada de la disociación en subunidades monoméricas con pérdida de actividad. La acetil-CoA carboxilasa de plantas y bacterias no está regulada por el citrato ni por un ciclo de fosforilación-desfosforilación. La enzima vegetal es activada por un incremento del pH y por la [Mg2+] en el estroma, procesos ambos que se producen cuando se ilumina la planta. Las bacterias no utilizan triacilgliceroles como almacenamiento de energía. El papel principal de la síntesis de ácidos grasos en E. coli es proporcionar precursores para los lípidos de membrana; la regulación de este proceso es compleja, interviniendo nucleótidos de guanina (tales como el ppGpp) que coordinan el crecimiento celular con la formación de membranas. Además de la regulación de la actividad enzimática de manera continua, estas rutas metabólicas están reguladas a nivel de la expresión génica. Ej.: cuando los animales ingieren un exceso de ciertos ácidos grasos

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poliinsaturados, se suprime la expresión de genes que codifican para un amplio grupo de enzimas lipogénicas en el hígado. El mecanismo detallado mediante el cual se regulan estos genes, todavía no está claro. Si la síntesis y la β-oxidación de los ácidos grasos tuvieran lugar simultáneamente, los dos procesos constituirían un ciclo inútil, malgastando energía. Ya observamos anteriormente que la malonil-CoA bloquea a la β-oxidación (al inhibir la carnitina aciltransferasa I). Así, durante la síntesis de ácido grasos, la producción del primer intermediario, la malonil-CoA, detiene a la β-oxidación al nivel del sistema de transporte en la membrana mitocondrial interna.

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Resumen de la Biosíntesis de ácidos grasos  CITOSOL.

Reacción exergónica. Una vez formado el malonil-CoA, las reacciones siguientes se realizan por una secuencia de seis etapas consecutivas, catalizadas por las seis enzimas del complejo de la AG sintasa (el activador es la proteína transportadora de acilos: ACP).

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Los ácidos grasos saturados de cadena larga se sintetizan a partir del palmitato. El palmitato, producto principal del sistema de la ácido graso sintasa en las células animales, es el precursor de otros ácidos grasos de cadena larga. Puede ser alargado para formar estearato (18:0) o incluso ácidos grasos saturados más largos, mediante adiciones sucesivas de grupos acetilo, por acción de los sistemas de alargamiento de ácidos grasos presentes en el retículo endoplasmático liso y en la mitocondria.

La desaturación de los ácidos grasos necesita una oxidasa de función mixta. El palmitato y el estearato son los precursores de los dos ácidos grasos monoinsaturados más abundantes en los tejidos animales: el palmitoleato (16:1) y el oleato (18:1). El doble enlace es introducido en la cadena del ácido graso mediante una reacción oxidativa catalizada por la acil graso-CoA desaturasa: una oxidasa de función mixta.

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14. Biosíntesis de lípidos. 14.2) Biosíntesis de triacilgliceroles. La mayor parte de los ácidos grasos sintetizados o ingeridos por un organismo, tienen uno de estos dos destinos: 1. Incorporación en triacilgliceroles para el almacenamiento de energía metabólica, o 2. Incorporación en los fosfolípidos componentes de las membranas. El reparto entre estos destinos alternativos depende de las necesidades momentáneas del organismo. Durante el crecimiento rápido, la síntesis de nuevas membranas requiere la síntesis de fosfolípidos de membrana. Los organismos que tienen un aporte excesivo de alimento pero no se encuentran en fase de crecimiento activo, desvían la mayor parte de sus ácidos grasos hacia grasas de almacenamiento. Sea como sea, ambas rutas comienzan en el mismo punto: la formación de ésteres acilo graso del glicerol. A continuación se examina la ruta hacia los triacilgliceroles, y su regulación, así como la producción de glicerol 3-fosfato en el proceso de la gliceroneogénesis.

Los triacilgliceroles y los glicerofosfolípidos se sintetizan a partir de los mismos precursores. Los animales pueden sintetizar y almacenar grandes cantidades de triacilgliceroles, para usarlos más tarde como combustible. En el ser humano, sólo se pueden almacenar unos pocos hectogramos de glucógeno en el hígado y en el músculo, escasamente suficientes para suministrar las necesidades de energía corporal durante 12 horas. En cambio, la cantidad total de triacilglicerol almacenado en un humano medio de 70 kg, es de unos 15 kg: suficiente para cubrir sus necesidades energéticas basales durante 12 semanas. Los triacilgliceroles tienen el contenido energético más alto de todos los nutrientes almacenados (más de 38 kJ/g). Cuando la cantidad de glúcidos ingeridos excede la capacidad de almacenamiento de glucógeno por el organismo, el exceso se convierte en triacilgliceroles que se almacenan en el tejido adiposo. En las plantas, se almacenan principalmente en frutos y semillas. En los tejidos animales, los triacilgliceroles y los glicerofosfolípidos (tales como la fosfatidiletanolamina) comparten dos precursores (acil graso-CoA y L-glicerol 3-fosfato) y varios pasos biosintéticos. La casi totalidad del glicerol 3-fosfato procede de la dihidroxiacetona fosfato (DHAP) generada durante la glucólisis por acción de la glicerol 3-fosfato deshidrogenasa citosólica ligada al NAD. En el hígado y en el riñón, una pequeña cantidad de glicerol 3-fosfato también se forma a partir del glicerol por acción de la glicerol quinasa. Los otros precursores de los triacilgliceroles, son los acil grasos-CoA formados a partir de ácidos grasos por acil-CoA sintetasas, las mismas enzimas responsables de la activación de los ácidos grasos para la β-oxidación. El primer paso en la biosíntesis de triacilgliceroles es la acilación de los dos grupos hidroxilo libres del L-glicerol 3-fosfato por dos moléculas de acil graso-CoA, para dar diacilglicerol 3-fosfato, más frecuentemente

llamado ácido fosfatídico o (fosfatidato). El ácido fosfatídico se encuentra en cantidades minúsculas en las células, pero es un intermediario crucial en la biosíntesis de lípidos: puede convertirse tanto en un triacilglicerol como en un glicerofosfolípido.

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La biosíntesis de triacilgliceroles en animales está regulada por hormonas. En los humanos, la cantidad de grasa corporal se mantiene relativamente constante durante largos períodos, pudiendo haber cambios poco importantes a corto plazo en función de la fluctuación de la ingestión calórica. Un exceso de consumo de glúcidos, grasas o proteínas por encima de las necesidades energéticas, se almacena en forma de triacilgliceroles, que pueden ser utilizados para obtener energía permitiéndole al cuerpo soportar períodos de ayuno.

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La insulina, por ejemplo, promueve la conversión de glúcidos en triacilgliceroles. Las personas con diabetes mellitus grave, debido a la falta de secreción o de acción de la insulina, no sólo no pueden utilizar adecuadamente la glucosa sino que tampoco son capaces de sintetizar ácidos grasos a partir de glúcidos o aminoácidos. Si la diabetes no es tratada, estos individuos presentan un aumento de oxidación de las grasas y de la formación de cuerpos cetónicos, y en consecuencia pierden peso.

Un factor adicional en el equilibrio entre biosíntesis y degradación de triacilgliceroles, es que aproximadamente el 75% de todos los ácidos grasos librados por lipólisis se reesterifican para formar triacilgliceroles y no para ser utilizados como combustible. Esta proporción se mantiene incluso en condiciones de inanición, en las que el metabolismo energético se desvía de la utilización de glúcidos a la oxidación de ácidos grasos. Parte de este reciclado de ácidos grasos se produce en el tejido adiposo y, en él, la reesterificación tiene lugar antes de la liberación al torrente circulatorio. La otra parte tiene lugar a través de un ciclo sistémico en el que los ácidos grasos libres se transportan al hígado, se reciclan a triacilglicerol, se exportan de nuevo a la sangre, y son captados de nuevo por el tejido adiposo luego de su liberación del triacilglicerol por acción de la lipoproteína lipasa extracelular. El flujo entre tejido adiposo e hígado a través de este ciclo del triacilglicerol puede ser muy bajo cuando hay otros combustibles disponibles y la liberación de ácidos grasos del tejido adiposo es limitada, si bien la proporción de ácidos grasos liberados que son reesterificados permanece aproximadamente constante alrededor del 75% en todas las condiciones metabólicas. El nivel de ácidos grasos en la sangre revela, por consiguiente, tanto la velocidad de liberación de ácidos grasos como el equilibrio entre la síntesis y la degradación de triacilgliceroles en el tejido adiposo y en el hígado. Cuando se requiere la movilización de ácidos grasos para afrontar las necesidades energéticas, la liberación del tejido adiposo es estimulada por las hormonas glucagón y adrenalina. Simultáneamente, estas señales hormonales disminuyen la velocidad de glucólisis y aumentan la velocidad de gluconeogénesis en el hígado (proporcionando glucosa para el cerebro). Los ácidos grasos liberados son captados por diversos tejidos, entre ellos el músculo, en donde se oxidan para proporcionar energía. Buena parte de los ácidos grasos captados por el hígado no son oxidados, sino que son reciclados a triacilgliceroles que vuelven al tejido adiposo.

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14. Biosíntesis de lípidos. 14.3) Biosíntesis de fosfolípidos de membrana. Como ya vimos previamente, existen dos clases importantes de fosfolípidos de membrana: los glicerofosfolípidos y los esfingolípidos. Se pueden formar muchas especies diferentes de fosfolípidos al combinar diversos ácidos grasos y grupos de cabeza polares con los armazones del glicerol o de la esfingosina. Todas las rutas biosintéticas posibles siguen unos pocos patrones básicos. Por lo general, la formación de fosfolípidos a partir de precursores sencillos requiere: 1. 2. 3. 4.

La síntesis del armazón de la molécula (glicerol o esfingosina) La unión de los ácidos grasos al armazón en enlace éster o amida La adición de un grupo de cabeza hidrofílico unido al armazón mediante enlace fosfodiéster En algunos casos, también requiere la alteración o el intercambio del grupo de cabeza, para obtener así fosfolípido final.

En las células eucarióticas, la síntesis de fosfolípidos tiene lugar, principalmente:  

En la superficie del retículo endoplasmático listo, y En la membrana mitocondrial interna.

Algunos fosfolípidos recién sintetizados permanecen en el sitio de síntesis, aunque la inmensa mayoría son destinados a otras localizaciones celulares.

Las células tienen dos estrategias para unir los grupos de cabeza de los fosfolípidos. Los primeros pasos en la síntesis de los glicerofosfolípidos están compartidos con la ruta de los triacilgliceroles: dos grupos acilo graso se esterifican con C-1 y C-2 del L-glicerol 3-fosfato para dar ácido fosfatídico (ácido L-a-fosfatídico). Una segunda ruta hacia el ácido fosfatídico es la fosforilación de un 1,2-diacilglicerol por una quinasa específica. Cada uno de los dos hidroxilos alcohólicos, uno en el grupo polar de cabeza y el otro en el C-3 del diacilglicerol, forman un éster con el ácido fosfórico. De esta manera, el grupo polar de cabeza queda unido mediante un enlace fosfodiéster al armazón de glicerol, formando un glicerofosfolípido. En el proceso de biosíntesis, uno de los hidroxilos es activado mediante la unión de un nucleótido, la citidina difosfato (CDP). Seguidamente, el otro hidroxilo lleva a cabo un ataque nucleofílico sobre la CDP, liberándose citidina monofosfato (CMP). El CDP se puede unir bien al diacilglicerol, formando en este caso el ácido fosfatídico activado CDP-diacilglicerol (estrategia I), o bien al hidroxilo del grupo de cabeza (estrategia II). En ambos casos, el CDP suministra el grupo fosfato del enlace fosfodiéster.

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La primera estrategia para la unión de grupos de cabeza se ilustra mediante la síntesis de fosfatidilserina, fosfatidiletanolamina y fosfatidilglicerol en Escherichia coli. El ácido fosfatídico se une a citidina trifosfato (CTP), liberando un pirofosfato (PPi), y formándose CDP-diacilglicerol. Luego, el ataque nucleofílico del grupo hidroxilo de la serina, da lugar al desplazamiento de CMP y la consecuente formación de fosfatidilserina. De la misma manera, el ataque nucleofílico del grupo hidroxilo C-1 del glicerol 3-fosfato, da lugar al desplazamiento de CMP y la consecuente formación de fosfatidilglicerol 3-fosfato. Este último es modificado mediante ruptura del monoéster fosfato (con liberación de Pi), dando lugar así al fosfatidilglicerol.

Tanto la fosfatidilserina como el fosfatidilglicerol pueden actuar como precursores de otros lípidos de membrana. La descarboxilación de la porción serina de la fosfatidilserina, por acción de la fosfatidilserina carboxilasa, produce fosfatidiletanolamina.

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En E. coli, la condensación de dos moléculas de fosfatidilglicerol, con la eliminación de una de glicerol, forma cardiolipina, en la que se unen dos diacilgliceroles a través de un grupo de cabeza común.

Los eucariotas sintetizan fosfolípidos aniónicos desde CDP-diacilglicerol. En los organismos eucariotas, el fosfatidilglicerol, la cardiolipina y los fosfatidilinositoles, todos ellos fosfolípidos aniónicos, se sintetizan con la misma estrategia utilizada para la síntesis de fosfolípidos en bacterias. El fosfatidilglicerol se forma igual que en las bacterias. La síntesis de cardiolipina en eucariotas difiere ligeramente: el fosfatidilglicerol se condensa con CDP-diacilglicerol, en lugar de con otra molécula de fosfatidilglicerol. El fosfatidilinositol se sintetiza por condensación del CDP-diacilglicerol con el inositol. Luego, fosfatidilinositol quinasas específicas convierten al fosfatidilinositol en sus derivados fosforilados. El fosfatidilinositol, y sus productos fosforilados de la membrana plasmática, juegan un papel central en la transducción de señal en eucariotas.

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Las rutas eucarióticas hasta la fosfatidilserina, fosfatidiletanolamina y fosfatidilcolina están interrelacionadas. En la levadura, al igual que sucede en las bacterias, la fosfatidilserina puede producirse por condensación del CDP-diacilglicerol con serina, y la fosfatidiletanolamina puede ser sintetizada a partir de fosfatidilserina mediante la reacción catalizada por la enzima fosfatidilserina descarboxilasa. A su vez, la fosfatidiletanolamina se puede convertir en fosfatidilcolina (lecitina) mediante la adición de tres grupos metilo a su grupo amino. La S-adenosilmetionina es el dador de grupo metilo en estas tres reacciones de metilación. Esta reacción es catalizada por la enzima metiltransferasa. Estas rutas constituyen las fuentes principales de fosfatidiletanolamina y fosfatidilcolina en todas las células eucarióticas. En los mamíferos, en cambio, la fosfatidilserina no se sintetiza a partir de CDP-diacilglicerol, sino que proviene de la fosfatidiletanolamina o de la fosfatidilcolina mediante una, de entre dos posibles, reacciones de intercambio del grupo de cabeza que tienen lugar en el retículo endoplasmático. La síntesis de la fosfatidiletanolamina y la fosfatidilcolina en los mamíferos, tiene lugar según la estrategia II descrita anteriormente: fosforilación y activación del grupo de cabeza, seguido por condensación con diacilglicerol.

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Vemos que la colina se reutiliza (“recupera”) al ser fosforilada para luego convertirse en CDP-colina por condensación con CTP. Un diacilglicerol desplaza CMP de la CDP-colina, produciendo fosfatidilcolina. Esta reacción de condensación del diacilglicerol con CDP-colina (para dar fosfatidilcolina) se produce en básicamente todos los tejidos:

Una ruta de recuperación análoga convierte a la etanolamina de la dieta en fosfatidiletanolamina. En el hígado y en el cerebro, esta es la ruta principal para la síntesis de fosfatidiletanolamina, e implica a la enzima microsomal etanolamina fosfotransferasa (o fosfoetanolamina transferasa):

Con respecto a la fosfatidilcolina, en el hígado también se puede producir mediante metilación repetida de la fosfatidiletanolamina (utilizando S-adenosilmetionina):

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Además, como ya vimos, la fuente principal de fosfatidilserina en los mamíferos proviene de la reacción de intercambio en la que la cabeza polar de la fosfatidiletanolamina (o de la fosfatidilcolina) se intercambia con el aminoácido serina:

Las rutas para la formación de fosfatidilcolina y fosfatidiletanolamina en diversos organismos se resumen en la siguiente figura.

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Aunque el papel de la composición de lípidos sobre la función de las membranas no se conoce en su totalidad, pueden observarse importantes efectos por cambios en esta composición. Se han aislado moscas del vinagre con mutaciones en el gen que codifica la etanolamina quinasa (análoga a la colina quinasa). La carencia de esta enzima elimina una ruta para la síntesis de fosfatidiletanolamina, reduciendo por lo tanto el contenido de este lípido en las membranas celulares. Las moscas con esta mutación (genotipo easily shocked) muestran una parálisis pasajera después de una estimulación eléctrica o un shock mecánico que, en cambio, no afecta a las moscas de tipo salvaje.

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15. Oxidación de aminoácidos y producción de urea Ahora volvemos a centrar nuestra atención en los aminoácidos, la última clase de biomoléculas que, a través de su degradación oxidativa, contribuyen de manera significativa a la generación de energía metabólica. La fracción de la energía metabólica generada a partir de los aminoácidos, ya sean procedentes de proteínas de la dieta o de proteínas de los tejidos, varía mucho según el tipo de organismo y de las condiciones metabólicas. Los carnívoros pueden obtener hasta el 90% de sus necesidades energéticas a partir de la oxidación de aminoácidos, mientras que los herbívoros sólo pueden cubrir una pequeña parte de sus necesidades energéticas a través de esta ruta. Las plantas, sin embargo, raramente oxidan aminoácidos para obtener energía: los glúcidos producidos a partir de CO2 y H2O en la fotosíntesis son utilizados como fuente casi exclusiva de energía. En las plantas se produce catabolismo de aminoácidos, pero su finalidad es la producción de metabolitos para otras rutas biosintéticas. En los animales, los aminoácidos experimentan degradación oxidativa en tres situaciones (circunstancias) metabólicas diferentes: 1. Durante la síntesis y degradación normales de proteínas celulares (recambio proteico), algunos de los aminoácidos liberados durante la degradación de las proteínas se degradan oxidativamente si no se necesitan para la síntesis de nuevas proteínas. 2. Cuando una dieta es rica en proteínas y los aminoácidos ingeridos exceden las necesidades corporales para la síntesis de proteínas, el excedente se cataboliza; los aminoácidos no se pueden almacenar. 3. Durante la inanición (ayuno prolongado: no hay glúcidos disponibles) o en la diabetes mellitus (los glúcidos no son utilizados adecuadamente), se recurre a las proteínas celulares como combustible. En todas estas circunstancias metabólicas, los aminoácidos pierden sus grupos amino para formar α-cetoácidos, los “esqueletos carbonados” de los aminoácidos. Los α-cetoácidos experimentan oxidación a CO2 y H2O y, a menudo y más importante, proporcionan unidades de tres y cuatro carbonos que pueden convertirse a través de la gluconeogénesis en glucosa, el combustible para el cerebro, el músculo esquelético y otros tejidos. Las rutas del catabolismo de los aminoácidos son muy semejantes en la mayoría de los organismos. Al igual que en el caso del catabolismo de los glúcidos y ácidos grasos, los procesos de la degradación de aminoácidos convergen en las rutas catabólicas centrales. Los esqueletos carbonados de la mayoría de los aminoácidos van a parar al ciclo del ácido cítrico. En algunos casos, las rutas de reacción de la degradación de los aminoácidos siguen un estrecho paralelismo con el catabolismo de los ácidos grasos. Existe una característica importante que distingue a la degradación de aminoácidos de los otros procesos catabólicos descritos hasta el momento: cada aminoácido contiene un grupo amino. Por lo tanto, las rutas de degradación de los aminoácidos incluyen un paso clave en el que se separa el grupo α-amino del esqueleto carbonado, desviándolo hacia rutas de metabolismo del grupo amino. Vamos a comenzar estudiando el metabolismo del grupo amino y la excreción de nitrógeno, y a continuación seguiremos con el destino de los esqueletos carbonados obtenidos a partir de los aminoácidos; también veremos cómo están interconectadas estas rutas.

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15. Oxidación de aminoácidos y producción de urea 15.1) Destinos metabólicos de los grupos amino. El nitrógeno, N2, es abundante en la atmósfera, pero es demasiado inerte para su utilización en la mayoría de los procesos bioquímicos. Debido a que solamente unos pocos microorganismos pueden convertir N2 en formas biológicamente útiles (tales como el NH3), los grupos amino se utilizan de forma muy conservadora en los sistemas biológicos. En la figura de la página 158 se presenta una visión general del catabolismo del amoníaco y de los grupos amino en los vertebrados: Los aminoácidos obtenidos a partir de las proteínas de la dieta son la fuente de la mayor parte de grupos amino. La mayoría de los aminoácidos se metabolizan en el hígado. Parte del amoníaco generado en este proceso se recicla y se utiliza en diversas rutas biosintéticas; el exceso se excreta directamente, o se convierte en urea o ácido úrico para su excreción, según el organismo. El exceso de amoníaco generado en otros tejidos (extrahepáticos) se transporta al hígado (en forma de grupos amino, tal como se describe más adelante) para su conversión en la forma de excreción. El glutamato y la glutamina desempeñan papeles especialmente críticos en el metabolismo del nitrógeno, actuando como una especie de punto de recogida de grupos amino. En el citosol de los hepatocitos, los grupos amino de la mayoría de los aminoácidos se transfieren al α-cetoglutarato, formando glutamato. A continuación, el glutamato se transporta a la mitocondria, donde cede el grupo amino para formar NH4+. El exceso de amoníaco generado en la mayor parte de los tejidos restantes, se convierte en el nitrógeno amídico de la glutamina, que pasa al hígado y seguidamente a las mitocondrias del mismo. En la mayoría de los tejidos, la glutamina o el glutamato, o ambos, se encuentran en concentraciones más elevadas que el resto de los aminoácidos. En el músculo esquelético, los grupos amino en exceso se transfieren al piruvato donde forman alanina, otra molécula importante en el transporte de grupos amino hasta el hígado. A continuación explicamos la degradación de las proteínas de la dieta, seguido de una descripción general de los destinos metabólicos de los grupos amino.

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La proteína de la dieta se degrada enzimáticamente a aminoácidos. Esta degradación tiene lugar en el tracto gastrointestinal. La entrada de proteína de la dieta en el estómago estimula la secreción de la hormona gastrina por la mucosa gástrica. La gastrina, a su vez, estimula la secreción de ácido clorhídrico por las células parietales, y pepsinógeno por las células principales de las glándulas gástricas. El jugo gástrico ácido (pH 1,0 a 2,5) es tanto un antiséptico, la mata a la mayor parte de las bacterias y de las células foráneas, como un agente desnaturalizante, que despliega a las proteínas globulares y hace que sus enlaces peptídicos internos sean más asequibles a la hidrólisis enzimática. El pepsinógeno (Mr 40.554), un precursor inactivo o zimógeno, se convierte en pepsina activa (Mr 34.614) por ruptura autocatalítica (una ruptura debida a la acción enzimática del propio pepsinógeno) que tiene lugar a pH bajo. En el estómago, la pepsina hidroliza a las proteínas ingeridas, específicamente en los enlaces peptídicos que están en el lado amino-terminal de los residuos aminoácidos aromáticos, Phe, Trp y Tyr, cortando cadenas polipeptídicas largas que dan una mezcla de péptidos más pequeños. A medida que el contenido ácido del estómago pasa al intestino delgado, el pH bajo desencadena la secreción de la hormona secretina hacia la sangre. La secretina estimula el páncreas para que secrete bicarbonato al intestino delgado, para neutralizar así el HCl gástrico, incrementando el pH de manera abrupta hasta alrededor de 7. (Todas las secreciones pancreáticas pasan al intestino delgado a través del conducto pancreático). La digestión de las proteínas continúa ahora en el intestino delgado. La entrada de aminoácidos en la parte superior del intestino (duodeno) produce la liberación a la sangre de la hormona colecistoquinina, que estimula la secreción de varias enzimas pancreáticas con actividad óptima a pH entre 7 y 8: El tripsinógeno, el quimotripsinógeno y las procarboxipeptidasas A y B (zimógenos de la tripsina, la quimotripsina y las carboxipeptidasas A y B, respectivamente) se sintetizan y excretan por las células exocrinas del páncreas. El tripsinógeno se convierte en su forma activa, la tripsina, por acción de la enteropeptidasa, una enzima proteolítica secretada por las células intestinales. La tripsina libre cataliza después la conversión de más tripsinógeno en tripsina. La tripsina también activa al quimotripsinógeno, a las procarboxipeptidasas y a la proelastasa. ¿Por qué este complicado mecanismo para obtener enzimas digestivas activas en el tracto gastrointestinal? La síntesis de las enzimas en forma de precursores inactivos protege a las células exocrinas de un ataque proteolítico destructor. El páncreas se autoprotege contra la propia digestión, además, produciendo un inhibidor específico: una proteína denominada inhibidor pancreático de tripsina, que evita de forma efectiva la producción prematura de enzimas proteolíticas activas dentro de las células pancreáticas. La función de la tripsina y la quimotripsina es hidrolizar todavía más a los péptidos resultantes de la acción de la pepsina en el estómago. Toda esta fase de la digestión proteica es muy eficiente debido a que la pepsina, la tripsina y la quimotripsina tienen especificidad de aminoácidos diferentes. Luego, la degradación de los péptidos cortos en el intestino delgado se completa con otras peptidasas intestinales: entre ellas, las carboxipeptidasas A y B (enzimas que contienen zinc). Las carboxipeptidasas A y B eliminan residuos carboxilo-terminales sucesivos de los péptidos. Otra peptidasa intestinal que actúa en esta fase es una aminopeptidasa, que hidroliza residuos amino-terminales sucesivos de péptidos cortos.

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Como puede verse en la figura de la página anterior, la mezcla resultante de aminoácidos libres se transporta a las células epiteliales que cubren el intestino delgado, a través de las cuales los aminoácidos entran en los capilares sanguíneos dispuestos en las vellosidades, y son transportados al hígado. En los seres humanos, la mayor parte de las proteínas globulares de origen animal se hidrolizan casi completamente a aminoácidos en el tracto gastrointestinal, pero algunas proteínas fibrosas, tales como la queratina, sólo son parcialmente digeridas. Además, el contenido proteico de algunos alimentos vegetales está protegido contra la degradación por cáscaras de celulosa no digeribles.

El ‘piridoxal fosfato’ participa en la transferencia de grupos α-amino al α-cetoglutarato. El primer paso del catabolismo de la mayoría de los L-aminoácidos, una vez llegaron al hígado, es la eliminación de los grupos α-amino. Esta eliminación es catalizada por enzimas denominadas aminotransferasas (o transaminasas). En estas reacciones de transaminación, el grupo α-amino se transfiere al átomo de carbono α del α-cetoglutarato, dejando el correspondiente α-cetoácido análogo del aminoácido. En estas reacciones no se produce una desaminación neta (es decir, pérdida de grupos amino), porque el α-cetoglutarato se amina a la vez que se desamina el α-aminoácido. El efecto de las reacciones de transaminación consiste en recoger los grupos amino de muchos aminoácidos diferentes en forma de L-glutamato. El glutamato funciona a continuación como dador de grupos amino tanto para rutas biosintéticas, como para rutas de excreción que conducen a la eliminación de productos nitrogenados de desecho. Las células contienen varios tipos de aminotransferasas. Muchas de ellas son específicas para el α-cetoglutarato como aceptor de grupos amino, pero en cambio difieren en su especificidad para el L-aminoácido. Por ello, estas enzimas se nombran en función del dador del grupo amino (alanina aminotransferasa, aspartato aminotransferasa, etcétera). Todas las aminotransferasas tienen el mismo grupo prostético y un mismo mecanismo de reacción. El grupo prostético es el piridoxal fosfato (PLP), forma coenzimática de la piridoxina o vitamina B6. El papel principal del PLP en las células está relacionado con el metabolismo de moléculas con grupos amino.

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El piridoxal fosfato funciona como un transportador intermedio de grupos amino en el sitio activo de las aminotransferasas. Experimenta transformaciones reversibles entre su forma aldehído, piridoxal fosfato (que puede aceptar un grupo amino), y su forma aminada, piridoxamina fosfato (que puede ceder su grupo amino a un α-cetoácido). El piridoxal fosfato está generalmente unido de manera covalente al sitio activo de la enzima, a través de un enlace de tipo aldimino (base de Schiff) al grupo ϵ-amino de un residuo Lys. El piridoxal fosfato interviene en una serie de reacciones de los carbonos α, β y γ (C-2 a C-4) de los aminoácidos. Las reacciones en el carbono α incluyen racemizaciones (interconversión de L- a D-aminoácidos) y descarboxilaciones, además de las transaminaciones. El piridoxal fosfato juega el mismo papel químico en todas estas reacciones. Se rompe uno de los enlaces con el carbono α del sustrato, eliminando un protón o un grupo carboxilo. El par electrónico que queda libre sobre el carbono α forma un carbanión muy inestable, pero el piridoxal fosfato lo estabiliza por resonancia. La estructura altamente conjugada del PLP (un sumidero electrónico) permite la deslocalización de la carga negativa. Las aminotransferasas son ejemplos clásicos de enzimas que catalizan reacciones bimoleculares Ping-Pong, en las que el primer sustrato reacciona, y a continuación el producto debe abandonar el centro activo antes de que se pueda unir el segundo sustrato. Así, el aminoácido entrante se une al sitio activo, cede su grupo amino al piridoxal fosfato y sale en forma de α-cetoácido. A continuación, se une el α-cetoácido entrante, acepta el grupo amino de la piridoxamina fosfato, y sale en forma de aminoácido.

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El glutamato libera su grupo amino en forma de amoníaco en el hígado. Tal como vimos, los grupos amino de muchos α-aminoácidos se recogen en el hígado en forma del grupo amino de las moléculas de L-glutamato. A continuación, estos grupos amino deben eliminarse del glutamato para prepararlos para la excreción: En los hepatocitos, el glutamato se transporta desde el citosol a la mitocondria, en donde experimenta desaminación oxidativa catalizada por la L-glutamato deshidrogenasa. En los mamíferos, esta enzima se encuentra en la matriz mitocondrial. Es la única enzima que puede utilizar tanto NAD+ como NADP+ como aceptor de los equivalentes de reducción. La acción combinada de una aminotransferasa y la glutamato deshidrogenasa se conoce como transdesaminación. Algunos aminoácidos se saltan la ruta de transdesaminación y experimentan desaminación oxidativa directa. En la siguiente sección se explica con detalle el destino del NH4+ producido por cualquiera de estos procesos de desaminación. El α-cetoglutarato formado a partir de la desaminación del glutamato puede utilizarse en el ciclo del ácido cítrico y para la síntesis de glucosa. La glutamato deshidrogenasa actúa en una importante intersección de los metabolismos del carbono y del nitrógeno. Es una enzima alostérica con seis subunidades idénticas, y su actividad está influida por un complicado conjunto de moduladores alostéricos. Los mejor estudiados son el modulador positivo ADP y el modulador negativo GTP. No se ha aclarado con detalle la explicación metabólica de este patrón de regulación. Las mutaciones que alteran el sitio alostérico de unión de GTP o que causan de alguna otra forma la activación permanente de la glutamato deshidrogenasa, conducen a un trastorno genético humano denominado síndrome de hiperinsulinismo-hiperamonemia, que se caracteriza por niveles elevados de amoníaco en la sangre acompañados de hipoglucemia.

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La glutamina transporta amoníaco en el torrente circulatorio. El amoníaco es muy tóxico para los tejidos animales, por lo que sus niveles en sangre están regulados. En muchos tejidos, incluido el cerebro, se genera amoníaco libre a través de algunos procesos tales como la degradación de nucleótidos. En la mayoría de los animales, gran parte del amoníaco libre se convierte en un compuesto no tóxico antes de ser exportado a la sangre, y transportado al hígado o a los riñones: El glutamato, que es tan importante para el metabolismo intracelular de grupos amino, es sustituido por la L-glutamina para esta función de transporte. El amoníaco libre producido en los tejidos se combina con glutamato, dando glutamina por acción de la glutamina sintetasa. Esta reacción requiere ATP y tiene lugar en dos pasos. En el primer paso, el glutamato y el ATP reaccionan formando ADP y un intermedio γ-glutamil fosfato. A continuación, el γ-glutamil fosfato reacciona con el amoníaco, produciendo glutamina y fosfato inorgánico. La glutamina constituye una forma de transporte no tóxica del amoníaco: normalmente, está presente en la sangre en concentraciones mucho mayores que las del resto de los aminoácidos. La glutamina sirve, además, de fuente de grupos amino en diversas reacciones biosintéticas. La glutamina sintetasa está presente en todos los organismos, desempeñando siempre un papel metabólico central. En los microorganismos, constituye un portal esencial para le entrada del nitrógeno fijado en los sistemas biológicos. La glutamina en exceso (respecto a la necesaria para la biosíntesis) se transporta por la sangre hasta el intestino, el hígado y los riñones, para su tratamiento. En estos tejidos, el nitrógeno amídico se libera en forma de ión amonio (NH4+, tóxico como el amoníaco) dentro de las mitocondrias, en donde la enzima glutaminasa convierte a la glutamina en glutamato y NH4+. El NH4+ del intestino y del riñón se transporta vía torrente sanguíneo hasta el hígado. En el hígado, el amoníaco de todas estas fuentes se elimina mediante la síntesis de urea. Parte del glutamato producido en la reacción de la glutaminasa puede ser aún modificado en el hígado por acción de la glutamato deshidrogenasa, liberando más amoníaco y produciendo esqueletos carbonados para ser utilizados como combustible metabólico. No obstante, la mayor parte del glutamato entra en las reacciones de transaminación necesarias para la biosíntesis de aminoácidos y otros procesos.

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La alanina transporta amoníaco desde los músculos esqueléticos hasta el hígado. La alanina también juega un papel especial en el transporte de grupos amino (en una forma no tóxica) al hígado, mediante una ruta denominada ciclo de la glucosa-alanina. En el músculo y en algunos otros tejidos que degradan aminoácidos como combustible, los grupos amino se recogen en forma de glutamato por transaminación. Entonces, el glutamato puede convertirse en glutamina para su transporte al hígado, o puede transferir su grupo α-amino al piruvato (el piruvato es un producto de la glucólisis muscular fácilmente asequible) por acción de la alanina aminotransferasa. La alanina así formada, pasa a la sangre y es transportada al hígado. En el citosol de los hepatocitos, la alanina aminotransferasa transfiere el grupo amino de la alanina al α-cetoglutarato, formando piruvato y glutamato. El glutamato puede:  

Entrar en las mitocondrias, donde la reacción de la glutamato deshidrogenasa libera NH4+, o Puede experimentar transaminación con oxalacetato, formando aspartato, que es otro dador de nitrógeno en la síntesis de urea.

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La utilización de alanina para transportar amoníaco desde el músculo esquelético hasta el hígado, es otro ejemplo de la economía intrínseca de los organismos vivos. Los músculos esqueléticos sometidos a contracción vigorosa, operan de forma anaeróbica, produciendo piruvato y lactato a partir de la glucólisis, además de amoníaco a partir de la degradación de proteínas. Estos productos deben ir a parar al hígado, en donde el piruvato y el lactato se incorporan a la glucosa, que es devuelta a los músculos, y el amoníaco se convierte en urea para su excreción. El ciclo de la glucosa-alanina, junto con el ciclo de Cori, consiguen esta transacción. La carga energética de la gluconeogénesis se impone así al hígado y no al músculo, con lo que todo el ATP disponible en el músculo se dedica a la contracción muscular.

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15. Oxidación de aminoácidos y producción de urea 15.2) Excreción del nitrógeno y ciclo de la urea. Si no se reutilizan para la síntesis de nuevos aminoácidos u otros productos nitrogenados, los grupos amino se canalizan a un único producto final de excreción. 

La mayoría de las especies acuáticas, tales como los peces óseos, excretan el nitrógeno amínico en forma de amoníaco, por lo que se les llama animales amonotélicos. El amoníaco tóxico simplemente se diluye en el agua circundante.



Los animales terrestres necesitan vías para la excreción del nitrógeno que minimicen tanto la toxicidad como la pérdida de agua:  La mayoría de los animales terrestres son ureotélicos: excretan el nitrógeno amínico en forma de urea.  Las aves y los reptiles son, por otra parte, uricotélicos: excretan el nitrógeno amínico en forma de ácido úrico.



Las plantas reciclan virtualmente todos los grupos amino, por lo que la excreción del nitrógeno sólo tiene lugar en circunstancias muy poco comunes.

En los organismos ureotélicos, el amoníaco depositado en las mitocondrias de los hepatocitos se convierte en urea mediante el ciclo de la urea. La producción de urea tiene lugar casi exclusivamente en el hígado y representa el destino de la mayor parte del amoníaco allí canalizado. La urea pasa al torrente sanguíneo y de ahí a los riñones, y se excreta en la orina.

La urea se produce a partir de amoníaco, en cinco pasos enzimáticos. El ciclo de la urea empieza en el interior de las mitocondrias del hígado, si bien tres de los pasos posteriores tienen lugar en el citosol. Por lo tanto, el ciclo abarca dos compartimientos celulares. El primer grupo amino que entra en el ciclo de la urea proviene del amoníaco de la matriz mitocondrial, –NH4+, que es el resultado de las rutas antes descritas. Parte del amoníaco también llega al hígado vía vena porta desde el intestino, en donde se produce por oxidación bacteriana de aminoácidos. Cualquiera que sea su origen, el NH4+ generado en las mitocondrias hepáticas se utiliza inmediatamente, junto con el CO2 (en forma de HCO3–) producido por la respiración mitocondrial, para dar carbamil fosfato en la matriz. Esta reacción dependiente de ATP, es catalizada por la carbamil fosfato sintetasa I, una enzima reguladora. La forma mitocondrial de la enzima es distinta de la forma citosólica (II), que tiene una función diferente en la biosíntesis de pirimidinas. El carbamil fosfato (que funciona como un dador activado del grupo carbamilo) entra ahora en el ciclo de la urea, que consta de cuatro pasos enzimáticos. En primer lugar, el carbamil fosfato cede su grupo carbamilo a la ornitina, para formar citrulina, liberando Pi (paso 1). La ornitina desempeña un papel similar al del oxalacetato en el ciclo del ácido cítrico, aceptando material en cada vuelta del ciclo. La reacción está catalizada por la ornitina transcarbamilasa, y la citrulina formada pasa de la mitocondria al citosol.

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El segundo grupo amino se introduce ahora a partir del aspartato (generado en la mitocondria por transaminación, y transportado al citosol) mediante una reacción de condensación entre el grupo amino del aspartato y el grupo ureido (carbonilo) de la citrulina, reacción que forma argininosuccinato (paso 2). Esta reacción citosólica, catalizada por la argininosuccinato sintetasa, requiere ATP y tiene lugar a través de un intermediario citrulil-AMP. A continuación, se corta el argininosuccinato por la argininosuccinasa (paso 3) para formar arginina libre y fumarato; este último entra en la mitocondria y se une a la reserva de intermediarios del ciclo del ácido cítrico. Éste es el único paso reversible del ciclo de la urea. En la última reacción del ciclo de la urea (paso 4), la enzima citosólica arginasa corta la arginina, dando urea y ornitina. La ornitina es transportada a la mitocondria para iniciar otra vuelta del ciclo de la urea.

Los ciclos del ácido cítrico y de la urea pueden conectarse. Dado que el fumarato producido en la reacción de la argininosuccinasa es también un intermediario del ciclo del ácido cítrico, los ciclos están, en principio, interconectados en un proceso conocido como el “doble ciclo de Krebs”. Sin embargo, cada ciclo puede funcionar de manera independiente y la comunicación entre ellos depende del transporte de intermediarios clave entre la mitocondria y el citosol. Varias enzimas del ciclo del ácido cítrico, incluida la fumarasa (fumarato hidratasa) y la malato deshidrogenasa, también están presentes como isozimas en el citosol. El fumarato generado en la síntesis citosólica de arginina puede, por lo tanto, convertirse en malato en el citosol, y estos intermediarios pueden seguir siendo metabolizados en el citosol o ser transportados a las mitocondrias para su utilización en el ciclo del ácido cítrico. El aspartato formado en las mitocondrias por transaminación entre oxalacetato y glutamato puede ser transportado al citosol, en donde actúa como dador de nitrógeno en la reacción del ciclo de la urea catalizada por la argininosuccinato sintetasa. Estas reacciones, que constituyen la desviación del aspartato-argininosuccinato, proporcionan vínculos metabólicos entre las rutas separadas por las que se transforman los grupos amino y los esqueletos carbonados de los aminoácidos.

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La actividad del ciclo de la urea está regulada a dos niveles. El flujo de nitrógeno a través del ciclo de la urea varía con la dieta de un individuo a otro: 

Cuando la dieta es mayoritariamente proteína, la utilización de los esqueletos carbonados de los aminoácidos como combustible da lugar a la producción de mucha urea a partir del exceso de grupos amino.



Durante la inanición prolongada, en la que la degradación de proteína muscular empieza a suministrar gran parte de la energía metabólica del organismo, también aumenta de manera sustancial la producción de urea.

Estos cambios en la demanda de actividad del ciclo de la urea se consiguen a largo plazo mediante la regulación de las velocidades de síntesis de las cuatro enzimas del ciclo de la urea y de la carbamil fosfato sintetasa I en el hígado:

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Las cinco enzimas se sintetizan a velocidades más elevadas durante la inanición o en los animales con dietas muy ricas en proteínas que en animales bien alimentados con dietas que contienen principalmente glúcidos y grasas. Los animales con dietas carentes de proteínas producen niveles más bajos de las enzimas del ciclo de la urea. En una escala de tiempo más corta, la regulación alostérica de al menos una enzima clave ajusta el flujo a través del ciclo de la urea: La primera enzima de la ruta, la carbamil fosfato sintetasa I, está activada alostéricamente por el N-acetilglutamato, que se sintetiza a partir de acetil-CoA y glutamato por acción de la N-acetilglutamato sintasa. Esta enzima cataliza el primer paso de la síntesis de novo de la arginina a partir de glutamato en plantas y microorganismos, pero en los mamíferos la actividad N-acetilglutamato sintasa en el hígado tiene una función puramente reguladora (los mamíferos carecen del resto de las enzimas necesarias para convertir al glutamato en arginina).

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15. Oxidación de aminoácidos y producción de urea. 15.3) Rutas de degradación de los aminoácidos. Las rutas del catabolismo de los aminoácidos, consideradas en conjunto, normalmente representan entre el 10 y el 15% de la producción energética del cuerpo humano. Además, el flujo a través de estas rutas varía mucho, dependiendo del equilibrio entre los requerimientos para procesos biosintéticos y la disponibilidad de un aminoácido determinado. Las 20 rutas catabólicas convergen para formar sólo seis productos principales, que entran todos ellos en el ciclo del ácido cítrico. De ahí, los esqueletos carbonados se pueden desviar hacia la gluconeogénesis o la cetogénesis o se pueden oxidar completamente a CO2 y H2O.

Los esqueletos carbonados de siete de los aminoácidos se degradan, total o parcialmente, dando en último término acetil-CoA. Cinco aminoácidos se convierten en α-cetoglutarato, cuatro en succinil-CoA, dos en fumarato y dos en oxalacetato. Partes, o la totalidad, de seis aminoácidos se convierten en piruvato, que puede convertirse en acetil-CoA o en oxalacetato.

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16. Ácidos nucleicos. En el DNA se encuentran especificadas las secuencias de aminoácidos de todas las proteínas, y las secuencias de nucleótidos de todas las moléculas de RNA. Un segmento de DNA que contenga la información necesaria para la síntesis de un producto biológico funcional, proteína o RNA, recibe el nombre de gen. En las células se encuentran varias clases de RNA:   

RNA ribosómico (rRNA): son componentes de los ribosomas complejos que llevan a cabo la síntesis de proteínas. RNA mensajero (mRNA): actúan de intermediarios, transportando la información desde un gen o unos pocos genes hasta el ribosomas, en donde se sintetizan las proteínas. RNA de transferencia (tRNA): son moléculas adaptadoras que traducen con fidelidad la información contenida en el mRNA a secuencias específicas de aminoácidos.

El DNA y el RNA son polímeros cuyas unidades constituyentes son los nucleótidos. Se puede decir, por ende, que son polinucleótidos. La información que contienen el DNA y el RNA está dada por la secuencia de nucleótidos. La secuencia de nucleótidos es convertida en secuencia de aminoácidos mediante la transcripción y la traducción. 

NUCLEÓTIDO.



DNA.

Dos cadenas helicoidales de DNA enrolladas alrededor del mismo eje, formando una doble hélice dextrógira. Las cadenas hidrofílicas formadas por la desoxirribosa y los grupos fosfato alternados se encuentran en el exterior de la doble hélice, en contacto con el agua circundante. Las bases purínicas y pirimidínicas de ambas cadenas están apiladas en el interior de la doble hélice. Cada base de una cadena está apareada en el mismo plano con una base de la otra cadena, y los pares están unidos por enlaces de hidrógeno (entre G y C tres enlaces; entre A y T dos enlaces de hidrógeno).

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Las cadenas de la doble hélice son antiparalelas y complementarias. Las cadenas tienen polaridad: un extremo 5’ fosforilado y un extremo 3’ con un OH libre. Se dicen complementarias porque siempre que hay adenina en una cadena, se encuentra timina en la otra. La doble hélice se mantiene unida por dos tipos de fuerzas: los enlaces de hidrógeno entre los pares de bases complementarias, y las interacciones hidrofóbicas que hacen que las bases nitrogenadas se replieguen en el interior de la molécula y el esqueleto polar (pentosas unidas por enlaces fosfodiéster) hacia el exterior expuestos al H2O. Las secuencias de bases se leen desde el extremo 5’.

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



DNA.  

Dos cadenas helicoidales, enrolladas alrededor del mismo eje, formando una doble hélice dextrógira. Sus moléculas contienen 4 unidades mononucleótidas principales: AMP, GMP, TMP y CMP, que se hallan unidas constituyendo diversas secuencias mediante 3’-5’ fosfodiéster.



En las células procarióticas, que sólo poseen un cromosoma, todo el DNA se encuentra en forma de una macromolécula única que se halla en la zona nuclear frecuentemente adherida a una involución de la membrana (mesosoma). En bacterias, no parece estar asociado a ninguna proteína. A veces, aparece una molécula de DNA extracromosómica en el citoplasma bacteriano: estas moléculas, mucho más pequeñas que el cromosoma, se llaman plásmidos.



En los eucariotas, que contienen muchos cromosomas, existen muchas moléculas de DNA que poseen pesos moleculares elevados. Casi todo este DNA se encuentra presente en el núcleo celular, en donde está combinado con proteínas básicas: histonas. Además, el DNA está repartido entre los cromosomas. Por último, se aprecia que también existe DNA citoplasmático en mitocondrias y cloroplastos (DNA no asociado a histonas).

RNA. 

Existe mRNA, rRNA y tRNA. Todos estos tipos de RNA consisten en una cadena polinucleótida. Cada nucleótido, a su vez, consiste en un azúcar de ribosa, un grupo fosfato y una de las cuatro bases posibles: adenina, uracilo, citosina o guanina.



RNA mensajero: Cuatro bases (A, G, C y U). Se sintetiza en el núcleo después del proceso de transcripción, en el que la secuencia de bases existentes en una hebra de DNA cromosómico se transcribe, enzimáticamente, en forma de una sola hebra de mRNA. Las bases de la hebra del mRNA son complementarias a las del DNA. Después de la transcripción, el mRNA pasa a los ribosomas en donde actúa como patrón para el ordenamiento secuencial de los aminoácidos durante el proceso de síntesis de proteínas. Es decir: traslada la información genética desde el DNA a los ribosomas, donde los mensajeros actúan de molde para especificar las secuencias de aminoácidos de las cadenas polipeptídicas. El proceso de formación de mRNA sobre un molde de DNA se llama transcripción.



RNA de transferencia: La molécula parece una hoja de trébol con 3 asas y 4 zonas de doble hélice. En una de las asas está el triplete: anticodón. Éste juega un papel importante en el reconocimiento del mensaje que viene en el mRNA. Son moléculas pequeñas y actúan como portadores de aminoácidos específicos durante la síntesis proteica en los ribosomas. Cada uno de los 20 aminoácidos encontrados en las proteínas tiene al menos su correspondiente tRNA y algunos poseen múltiples. Pueden existir en forma libre o “cargada” con sus aminoácidos específicos. Además de las bases principales A, G, C, U, contienen un número bastante grande de bases secundarias, que son en su mayor parte bases metiladas.



RNA ribosómico: Constituye hasta el 65% del resto del ribosoma. Contiene las cuatro bases principales A, G, C, U, algunas metiladas.

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El proceso de replicación del DNA es el mecanismo que permite al DNA duplicarse. Esta duplicación del material genético recibe el nombre de replicación semiconservativa: debido a que las dos cadenas complementarias del DNA parental, al separarse, sirven de molde a su vez para la síntesis de una nueva cadena, complementaria de la cadena molde, de forma que cada nueva doble hélice contiene una de las cadenas del DNA parental. Gracias a la complementariedad entre las bases que forman las secuencias de cada una de las cadenas, el DNA tiene la importante propiedad de reproducirse idénticamente, lo que permite que la información genética se transmita desde una célula madre a las células hijas: es la base de la herencia del material genético. La molécula de DNA se abre como una cremallera por ruptura de los puentes de hidrógeno entre las bases complementarias, liberándose las dos hebras. Esta ruptura de los puentes de hidrógeno es producida por helicasas, que se mueven a lo largo del DNA y separan a las cadenas, utilizando la energía química del ATP. Luego, la enzima ADN polimerasa sintetiza la mitad complementaria de cada cadena, añadiendo nucleótidos que se encuentran dispersos en el núcleo. De esta forma, cada nueva molécula es idéntica a la molécula de DNA inicial. La replicación empieza en un lugar de origen y normalmente avanza de forma bidireccional. Este lugar del cromosoma en donde se inicia la replicación, es denominado origen de replicación. Las proteínas iniciadoras reconocen secuencias específicas de nucleótidos en estos puntos, y facilitan la fijación de otras proteínas mediante la separación de las dos hebras de DNA formándose una horquilla de replicación. Los orígenes de replicación son los puntos de fijación a partir de los cuales se lleva a cabo la replicación, que avanza de forma secuencial con estructuras con forma de horquilla. Por otro lado, la replicación se lleva a cabo bidireccionalmente, es decir, a partir de un punto se sintetizan las dos cadenas en ambas direcciones. Las cadenas de DNA siempre son sintetizadas en la dirección 5’3’, siendo el 3’OH libre el punto de elongación del DNA. Debido a que las dos cadenas son antiparalelas, la cadena que actúa de molde se lee en dirección 3’5’. En organismos eucarióticos, la replicación del DNA tiene múltiples orígenes a la vez, caso contrario se demoraría mucho.

Replicación del DNA circular. En condiciones normales, existe un solo origen de replicación por célula. La replicación se traslada de un extremo a otro del cromosoma bacteriano, mientras va replicando la hebra paterna del DNA. Al final del proceso, el producto consiste en dos cromosomas dúplex circulares, es decir, un total de cuatro hebras.

ADN polimerasa. Cataliza la síntesis de los enlaces internucleótidos del DNA, partiendo de una mezcla de dATP, dGTP, dCTP y dTTP. La dirección de la síntesis es 5’  3’. La reacción es muy exergónica y el producto de ella es una hebra sencilla de DNA que se combina con la complementaria para formar la doble hélice. En células eucarióticas, está localizada principalmente en el núcleo. Requiere de la presencia de DNA preformado, que sirve como patrón para su acción. También puede tener la función de cebador o iniciador. Cada hebra cumple una función. La reacción fundamental es la transferencia de un grupo fosfato, en la que el grupo 3’-OH actúa como nucleófilo en el extremo 3’ de la cadena que está en crecimiento.

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ADN ligasa  La ADN ligasa tiene más funciones: 1. Enlaza los extremos de las moléculas de DNA lineal, produciendo formas circulares. 2. Cataliza la reparación de las rupturas de una cadena de DNA de doble hebra. 3. Une segmentos de DNA para completar el proceso de recombinación genética durante la transformación, transducción y lisogenación de las bacterias. 4. Recombina genes durante el crecimiento en las células eucarióticas. 5. Coopera con la ADN polimerasa en la replicación de ambas hebras de DNA antiparalelo. La replicación comienza por la producción de una mella en una hebra por acción de una endonucleasa. Entonces, la DNA polimerasa se fija a dicha mella y empieza a prolongar el extremo 3’OH de la hebra mellando, adicionando sucesivas unidades mononucleótidas complementarias de la hebra intacta, mientras que el extremo 5’ de la hebra mellada se desplaza de la estructura dúplex. Las endonucleasas pueden empezar a degradar en sitios internos específicos de una cadena o molécula de ácido nucleico, reduciéndola a fragmentos cada vez más pequeños. La réplica de una hebra en la dirección 5’  3’ continúa durante cierto trecho, mientras el extremo 5’ de la hebra mellada se va pelando progresivamente.

Entonces, la ADN polimerasa salta desde la hebra patrón intacta hasta la hebra mellada, precisamente en la horquilla donde se separan ambas hebras. Entonces procede a adicionar unidades al exterior 3’ de la cadena que crece en dirección 5’  3’, utilizando ahora como patrón la fibra mellada. La enzima continúa operando hasta que el extremo suelto de la hebra mellada se ha replicado por completo, y entonces se retira. Después, una endonucleasa rompe por la horquilla la hebra formada y deja un corto fragmento de DNA complementario, duplicado, con el extremo 5’ de la fibra patrón original mellada.

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La ADN polimerasa comienza a añadir restos al extremo 3’ de la hebra previamente sintetizada, precisamente en el punto mellado, forma un corto segmento complementario de la hebra original intacta, se desplaza hacia la hebra suelta para usarla como patrón y va en dirección 5’  3’ desde la horquilla hasta alcanzar el primer fragmento. Los dos nuevos segmentos de DNA formados sobre la hebra patrón suelta, son unidas por la ADN ligasa y la horquilla vuelve a ser hundida por una endonucleasa.

La replicación siempre se da en sentido 5’3’, siendo el extremo 3’OH libre el punto a partir del cual se produce la elongación del DNA. Esto plantea un problema y es que las cadenas tienen que crecer simultáneamente a pesar de que son antiparalelas. Cada cadena tiene un extremo 5’ enfrentado con el extremo 3’ de la otra cadena. Por ello, una de las cadenas debería ser sintetizada en dirección 3’5’. Este problema lo resolvió Okazaki al descubrir que una de las cadenas se sintetiza en forma de trozos cortos, que en su honor se llama fragmentos de Okazaki. Luego, la ADN ligasa “cose” varios de estos fragmentos y forma una hebra larga. Las principales ADN polimerasas en E. coli, son: I. II. III.

Encargada de eliminación de los cebadores y la posterior reparación del DNA, corrección de nucleótidos mal apareados. Encargada de la reparación del DNA. Encargada de la elongación del DNA, y también interviene en la corrección.

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El daño del DNA puede subdividirse en dos tipos principales: 1. Endógeno: Como el ataque de radicales reactivos de oxígeno, generados como subproductos del metabolismo normal (mutación espontánea). Clases de daño exógeno: a. Oxidación. b. Alquilación (metilación). c. Hidrólisis. d. Errores en el apareamiento de bases. 2. Exógeno: Causado por agentes externos, tales como a. Radiación UV del sol. b. Radiaciones de otras frecuencias, incluyendo rayos X y rayos gamma. c. Hidrólisis o rupturas térmicas. d. Algunas toxinas de plantas. e. Productos químicos mutagénicos sintetizados por el hombre, como hidrocarburos del humo de los cigarrillos. f. Tratamientos de radioterapia y quimioterapia. La reparación del DNA es un proceso constante en la célula, esencial para su supervivencia, ya que protege al genoma de daos y mutaciones dañinas. Una mutación es una alteración o cambio en la información de un gen de un ser vivo, y que por lo tanto va a producir un cambio de características que se presenta súbita y espontáneamente, y que puede ser transmisible a –o heredable por- la descendencia.

Mutaciones génicas o moleculares.  

Mutaciones por sustitución de bases: Se producen al cambiar, en una posición, un par de bases por otro. Mutaciones de corrimiento estructural: Cuando se añaden o se quitan pares de nucleótidos, alterándose la longitud de la cadena. Hay dos casos: a. Mutación por pérdida o deleción de nucleótidos: En la secuencia de nucleótidos, se pierde uno, y la cadena se acorta en una unidad. b. Mutación por inserción de nuevos nucleótidos: Dentro de la secuencia del DNA, se introducen nucleótidos adicionales, interpuestos entre los ya existentes, y alargándose la cadena.

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La ARN polimerasa es una enzima DNA dependiente capaz de formar RNA complementario al patrón de DNA. La reacción también requiere Mg+2 y procede con la eliminación de pirofosfato. Los cuatro ribonucleósidos se requieren simultáneamente (ATP, UTP, GTP, CTP). Incorpora unidades mononucleótidas al extremo 3’OH de la cadena de RNA, y forman así RNA en dirección 5’3’ Está localizada en el núcleo, combinada con una DNA de mayor peso molecular. Para la formación de RNA se requieren 2 proteínas:  

Sigma: necesaria para iniciar la cadena de RNA, y regula el proceso de transcripción. La otra proteína forma enlaces internucleótidos, una vez que se ha iniciado la cadena.

La ARN polimerasa desarrolla su mayor actividad con el ADN de doble hebra como cebador, y muestra menos actividad con el ADN desnaturalizado. El ARN formado, como respuesta a varios patrones en el DNA, posee una composición de bases complementarias de los de ADN patrón. No se forman enlaces covalentes entre el ADN patrón y el ARN producido: así, el ADN queda de forma intransformado. Las acciones de la ADN polimerasa y de la ARN polimerasa son inhibidas por la actinomicina D. La transcripción se divide en tres etapas: 1. Iniciación: La ARN polimerasa busca, en la doble hélice, la región promotora, se une al promotor, abre la hélice y se inicia la transcripción. El reconocimiento del promotor corre a cargo de la subunidad θ. Ésta abandona el complejo cuando el ARN naciente alcanza una longitud de 10 ribonucleótidos. Los promotores tienen secuencias definidas de nucleótidos, donde las más conocidas son la caja TATA y la caja TTGACA. Los promotores se localizan en los extremos 5’ terminales. La unión del ARN polimerasa al ADN se llama complejo cerrado. Al par de bases donde comienza la síntesis de RNA se le dio el número +1. Es decir, el sitio de iniciación es denominado +1. Las secuencias localizadas a -10 y -35 pares de bases del sitio de iniciación, son regiones bastante conservadas, y se las llama secuencias consenso. Mutaciones en estas secuencias consenso afectan el ligado de la ARN polimerasa al promotor, y por lo tanto afectan a la iniciación de la transcripción. La subunidad sigma de la enzima reconoce al promotor, y la ARN polimerasa se une a la región -35 formando un complejo con el ADN. Luego, comienza a desenrollarlo en la región -10, exponiendo a la cadena molde y al sitio de iniciación (sitio +1). 2.

Elongación: La burbuja de transcripción es una abertura de DNA desnaturalizado de 18 pares de bases, donde empieza a sintetizarse el RNA. El RNA arranca a sintetizarse a partir del nucleótido número +10 del DNA molde de dicha burbuja de transcripción. La burbuja de transcripción se llama COMPLEJO ABIERTO.

3. Terminación: La terminación está señalizada por la información contenida en sitios de la secuencia del DNA que se está transcribiendo. Estas secuencias son ricas en guanina y citosina y, por supuesto, están situadas en el extremo de los genes. Estas secuencias están seguidas de secuencias ricas en timina, formando secuencias palindrómicas. Cuando estas secuencias palindrómicas se transcriben, el RNA recién sintetizado adopta una estructura de horquilla que desestabiliza al complejo RNA-DNA. Esto obliga a la ARN polimerasa a separarse, y luego se renaturaliza la burbuja de transcripción. Algunas secuencias de DNA carecen de la secuencia de terminación. Poseen otra secuencia a la que se unen una serie de proteínas reguladoras específicas de la terminación de la transcripción.

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17. Hormonas y bioseñalización. Hasta el momento, hemos visto de qué modo se regulan los procesos metabólicos celulares a nivel de reacciones enzimáticas individuales, mediante la disponibilidad de sustrato, los mecanismos alostéricos, la fosforilación u otras modificaciones covalentes de las enzimas. Para entender plenamente el significado de las rutas metabólicas individuales y su regulación, debemos considerarlas en el contexto del conjunto del organismo. Una característica esencial de los organismos multicelulares es la diferenciación celular y la división del trabajo. Los tejidos y órganos de los organismos complejos, tales como los humanos, tienen funciones especializadas y, por lo tanto, tienen unos requerimientos energéticos y unos patrones metabólicos característicos. Las señales hormonales integran y coordinan las actividades metabólicas de los distintos tejidos, optimizando la distribución de precursores y sustratos energéticos entre los distintos órganos.

17. Hormonas y bioseñalización. 17.1) Hormonas: estructuras diversas para funciones diversas. Prácticamente todos los procesos en los organismos complejos están regulados por una o más hormonas: el mantenimiento de la presión arterial, el volumen sanguíneo y el equilibrio de los electrolitos, la embriogénesis, la diferenciación sexual, el desarrollo y la reproducción, el hambre, los comportamientos alimenticios, la digestión y el suministro de combustibles, por citar unos pocos. La coordinación del metabolismo en los mamíferos corre a cargo del sistema neuroendócrino. Las células individuales de un tejido detectan un cambio en el entorno del organismo y responden segregando un mensajero químico que pasa a otra célula del mismo o de un tejido diferente, donde se une a una molécula receptora y desencadena un cambio en la segunda célula. En la señalización neuronal, el mensajero químico (un neurotransmisor; por ejemplo, la acetilcolina) puede que viaje solamente una fracción de micrómetro a través de la hendidura sináptica hasta la siguiente neurona de la red. En la señalización hormonal, los mensajeros (las hormonas) son transportados por la sangre hasta células próximas o hasta órganos y tejidos distantes. Pueden viajar más de un metro hasta hallar su célula diana. Excepto por esta diferencia anatómica, estos dos sistemas de señalización química son muy parecidos. La adrenalina y la noradrenalina, por ejemplo, actúan como neurotransmisores en algunas sinapsis del cerebro y uniones neuromusculares del músculo liso, y también como hormonas que regulan el metabolismo energético en el hígado y en el músculo. Para detectar y aislar una hormona hay que, en primer lugar, identificar un proceso fisiológico en un tejido que dependa de una señal originada en otro tejido. La insulina, por ejemplo, fue identificada como una sustancia producida en el páncreas que afectaba al volumen y a la composición de la orina. Una vez se ha descubierto el efecto fisiológico de una supuesta hormona, es posible desarrollar un ensayo biológico cuantitativo para la hormona. En el caso de la insulina, el ensayo consistió en inyectar extractos de páncreas (una fuente cruda de insulina) en animales de experimentación deficientes en insulina, cuantificándose luego los cambios resultantes en la concentración de glucosa en sangre y en orina.

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Las hormonas actúan a través de receptores celulares de elevada afinidad. Todas las hormonas actúan a través de receptores muy específicos, presentes en las células diana sensibles a las hormonas. Las hormonas se unen con elevada afinidad a dichos receptores. Cada tipo celular tiene su propio surtido de receptores hormonales, que definen la gama de su respuesta hormonal. Además, dos tipos celulares con el mismo tipo de receptor pueden tener distintas dianas intracelulares de acción hormonal y, por lo tanto, pueden responder de forma distinta a la misma hormona. La especificidad de la acción hormonal es consecuencia de la complementariedad estructural entre la hormona y su receptor: esta interacción es extremadamente selectiva, lo que permite que hormonas estructuralmente similares tengan efectos diferentes. Además, la elevada afinidad de la interacción hace posible que las células respondan a concentraciones muy bajas de hormonas.

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La interacción hormona-receptor puede ser cuantificada mediante el llamado análisis de Scatchard, que en condiciones favorables suministra una medida cuantitativa de la afinidad (la constante de disociación del complejo) y el número de sitios de unión para la hormona en una preparación de receptor. El lugar de encuentro entre la hormona y su receptor puede ser extracelular, citosólico o nuclear, según el tipo de hormona. Las consecuencias intracelulares de la interacción receptor-hormona son de al menos seis tipos generales: 1. Un segundo mensajero (tal como el cAMP o el inositol trisfosfato) generado en el interior de la célula, actúa como regulador alostérico de una o varias enzimas. 2. Un receptor tirosina quinasa es activado por la hormona extracelular. 3. Un receptor guanilil ciclasa es activado y produce el segundo mensajero cGMP. 4. Un cambio del potencial de membrana, resultante de la apertura o del cierre de un canal iónico regulado por hormonas. 5. Un receptor de adhesión en la superficie celular interacciona con moléculas de la matriz extracelular pasando información al citoesqueleto. 6. Una molécula esteroidea o de tipo esteroide produce un cambio en el nivel de expresión (transcripción del DNA en mRNA) de uno o de varios genes, facilitado por un receptor hormonal nuclear proteico. Las hormonas peptídicas y de tipo amina hidrosolubles (insulina y adrenalina, por ejemplo), actúan extracelularmente uniéndose a receptores de la superficie celular que abarcan el espesor de la membrana plasmática. Cuando la hormona se une al dominio extracelular, el receptor experimenta un cambio de conformación análogo al producido por la unión de una molécula efectora a una enzima alostérica. El cambio de conformación desencadena los efectos ulteriores de las hormonas. Una única molécula de hormona, al formar un complejo hormona-receptor, activa un catalizador que produce muchas moléculas de segundo mensajero de algún tipo (cAMP, DAG, InsP3, Ca2+…), de manera que el receptor sirve no sólo de transductor de señales, sino también de amplificador de señales. La señal puede amplificarse aún más a través de una cascada de señalización, una serie de pasos en cada uno de los cuales un catalizador activa a otro catalizador, con el resultado de una gran amplificación de la señal original. Una cascada de este tipo tiene lugar en la regulación de la síntesis y degradación del glucógeno por la adrenalina: La adrenalina activa, a través de su receptor, a la adenilil ciclasa, que produce muchas moléculas de cAMP por cada molécula de hormona unida a su receptor. El cAMP, a su vez, activa a la proteína quinasa dependiente de cAMP (proteína quinasa A), que activa a la glucógeno fosforilasa b quinasa, que activa a la glucógeno fosforilasa b. El resultado es la amplificación de la señal: una molécula de adrenalina da lugar a la producción de muchos miles de moléculas de glucosa 1-fosfato a partir de glucógeno. Las hormonas insolubles en agua (hormonas esteroides, retinoides y tiroideas) pasan fácilmente a través de la membrana plasmática de sus células diana para alcanzar sus proteínas receptoras en el núcleo. En esta clase de hormonas, el mensaje es transportado por el propio complejo hormona-receptor, que interacciona con el DNA, alterando la expresión de genes específicos, que redunda en un cambio del complemento enzimático de la célula y, por lo tanto, de su metabolismo celular. 

Las hormonas que actúan a través de receptores de la membrana plasmática, desencadenan respuestas fisiológicas o bioquímicas muy rápidas. Sólo segundos después de que la adrenalina sea segregada en la sangre por la médula suprarrenal, el músculo esquelético responde acelerando la degradación del glucógeno.

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

Por el contrario, las hormonas que ejercen su acción a través de receptores intracelulares, es decir las tiroideas y las hormonas sexuales (esteroides), promueven la respuesta máxima en los tejidos diana sólo al cabo de horas, o incluso días. Se sintetizan a partir del colesterol y tienen estructuras químicas similares.

Estas diferencias en el tiempo de respuesta corresponden a diferentes modos de acción: En general, las hormonas de acción rápida modifican la actividad de una o más enzimas preexistentes en la célula, a través de mecanismos alostéricos o por modificación covalente. Los efectos de estas hormonas son, además de muy rápidos, de corta duración (seg-min). Tal como se mencionó, estas hormonas desencadenan la liberación de segundos mensajeros (cAMP, DAG, InsP3, Ca2+…). Las funciones metabólicas controladas por segundos mensajeros inducidos por hormonas, incluyen: depósito y movilización de grasa; captación y utilización de glucosa; secreción de productos celulares… Las hormonas de acción lenta, generalmente alteran la expresión génica, lo que da como resultado una mayor (regulación hacia arriba o “upregulation”) o menor (regulación hacia abajo o “downregulation”) síntesis de las proteínas sujetas a regulación.

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Las hormonas son químicamente diversas. En los mamíferos hay varias clases de hormonas, distinguibles por sus estructuras químicas y por sus modos de acción: 

Las hormonas peptídicas, aminadas e icosanoides, actúan desde el exterior de las células diana, a través de receptores de superficie.



Las hormonas esteroideas, la vitamina D, los retinoides y las tiroideas, penetran en la célula y actúan a través de receptores nucleares. El óxido nítrico también entra en la célula, pero activa una enzima citosólica, la guanilil ciclasa.

Las hormonas también pueden clasificarse por la forma como viajan desde el punto de su liberación hasta su tejido diana. Así: 

Las hormonas endocrinas se liberan a la sangre y se transportan hasta las células diana a través del organismo (por ejemplo, la insulina y el glucagón).



Las hormonas paracrinas se liberan en el espacio extracelular, y difunden hacia las células diana vecinas (las hormonas icosanoides son de este tipo).



Las hormonas autocrinas afectan a la misma célula que las libera, uniéndose a receptores de la superficie celular.

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Los mamíferos no son los únicos que poseen sistemas de señalización hormonales. Los insectos y los gusanos nemátodos tienen sistemas de regulación hormonal muy desarrollados, cuyos mecanismos fundamentales son similares a los de los mamíferos. Las plantas también utilizan señales hormonales para coordinar las actividades de sus diversos tejidos. El estudio de la acción hormonal en las plantas no está tan avanzado como en los animales, pero está claro que tienen en común algunos mecanismos. A continuación se consideran algunos ejemplos representativos de cada una de las clases principales de hormonas, que se muestran en la siguiente tabla.

 HORMONAS PEPTÍDICAS: Las hormonas peptídicas pueden tener desde 3 hasta más de 200 residuos aminoácidos. Incluyen a las hormonas pancreáticas insulina, glucagón y somatostatina; a la hormona paratiroidea calcitonina, y a todas las hormonas del hipotálamo y de la hipófisis. Estas hormonas se sintetizan en los ribosomas como proteínas precursoras más largas, denominadas prohormonas. Luego, se empaquetan en vesículas secretoras y se escinden por proteólisis para formar los péptidos activos. La insulina es una proteína pequeña con dos cadenas polipeptídicas, A y B, unidas por dos puentes disulfuro. Se sintetiza en el páncreas en forma de precursor inactivo de una sola cadena polipeptídica, la preproinsulina. La preproinsulina tiene una “secuencia señal” amino-terminal, que determina su incorporación a vesículas secretoras. La eliminación proteolítica de la secuencia señal y la formación de tres puentes disulfuro, produce la proinsulina, que se almacena en gránulos de secreción en las células β pancreáticas. Cuando el aumento de la glucosa en sangre es suficiente para desencadenar la secreción de insulina, la proinsulina se convierte en insulina activa por acción de proteasas específicas, que cortan dos enlaces peptídicos para formar la molécula de insulina madura.

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En algunos casos, las proteínas prohormonas dan lugar a una sola hormona peptídica, pero a menudo se obtienen varias hormonas activas a partir de la misma prohormona. La proopiomelanocortina (POMC) es un ejemplo espectacular de codificación de múltiples hormonas por un solo gen. El gen de la POMC codifica un gran polipéptido que se corta progresivamente en al menos nueve péptidos biológicamente activos. La concentración de las hormonas peptídicas en el interior de los gránulos de secreción es tan alta, que el contenido es virtualmente cristalino. Cuando el contenido de un gránulo es liberado por exocitosis, se libera súbitamente una gran cantidad de hormona. Los capilares que irrigan las glándulas endocrinas sintetizadoras de péptidos hormonales, aumentan su permeabilidad a los péptidos, de manera que las hormonas secretadas pueden llegar fácilmente al torrente circulatorio para su transporte hasta las células diana alejadas. Tal como se indicó anteriormente, todas las hormonas peptídicas actúan mediante la unión a receptores de la membrana plasmática. Provocan la producción de un segundo mensajero en el citosol, que cambia la actividad de una enzima intracelular, modificando así el metabolismo celular.

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 HORMONAS CATECOLAMINAS: Los compuestos hidrosolubles adrenalina (epinefrina) y noradrenalina (norepinefrina) son catecolaminas, sintetizadas a partir de tirosina y denominadas así por su relación con el catecol.

Las catecolaminas sintetizadas en el cerebro y otros tejidos nerviosos actúan como neurotransmisores, pero la adrenalina y la noradrenalina también se sintetizan y secretan como hormonas por las glándulas suprarrenales. Del mismo modo que las hormonas peptídicas, las catecolaminas se encuentran muy concentradas en el interior de vesículas se secreción, se liberan por exocitosis y actúan a través de receptores de superficie para generar segundo mensajeros. Intervienen en una gran variedad de respuestas fisiológicas frente al estrés agudo. A su vez, estas dos catecolaminas forman parte del grupo de las hormonas del tipo amina (hormonas aminadas): compuestos de bajo peso molecular que derivan del aminoácido tirosina. Las otras hormonas aminadas son las tiroideas: tiroxina, triiodotirosina.  HORMONAS ICOSANOIDES: Las hormonas icosanoides (prostaglandinas, tromboxanos y leucotrienos) proceden del araquidonato, un ácido graso poliinsaturado de 20 carbonos. A diferencia de las hormonas descritas hasta el momento, no se sintetizan con antelación ni se almacenan: se producen cuando se necesitan, a partir del araquidonato que ha sido liberado enzimáticamente de los fosfolípidos de la membrana por acción de la fosfolipasa A2. Las enzimas de la vía de las prostaglandinas y los tromboxanos están ampliamente distribuidas en los tejidos de los mamíferos: la mayoría de las células pueden producir estas señales, y las células de muchos tejidos pueden responder a través de receptores específicos de la membrana plasmática. Las hormonas icosanoides son hormonas paracrinas secretadas en el fluido intersticial (sin preferencia por la sangre) y actúan sobre las células vecinas.  HORMONAS ESTEROIDEAS: Las hormonas esteroideas (hormonas adrenocorticales y hormonas sexuales) se sintetizan a partir del colesterol, en varios tejidos endocrinos. Son, por supuesto, liposolubles. Son transportadas hasta sus células diana a través del torrente circulatorio, unidas a proteínas transportadoras. En el córtex suprarrenal se producen más de 50 hormonas corticosteroides mediante reacciones que eliminan la cadena lateral del anillo D del colesterol, e introducen oxígeno para formar grupos ceto e hidroxilo. En muchas de estas reacciones intervienen enzimas con citocromo P-450.

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Las hormonas esteroideas son de dos tipos generales. Los glucocorticoides (tales como el cortisol) afectan principalmente al metabolismo de los glúcidos; los mineralocorticoides (tales como la aldosterona) regulan las concentraciones de electrolitos en la sangre. Los andrógenos (testosterona) y los estrógenos (tales como el estradiol) se sintetizan en los testículos y en los ovarios. Su síntesis también emplea enzimas con citocromo P-450, que cortan la cadena lateral del colesterol e introducen átomos de oxígeno. Estas hormonas afectan el desarrollo sexual, el comportamiento sexual, y otras funciones reproductivas y no reproductivas. Todas las hormonas esteroideas actúan a través de receptores nucleares para cambiar el nivel de expresión de genes específicos. También tienen efectos más rápidos, facilitados por receptores localizados en la membrana plasmática.  HORMONA DE LA VITAMINA D: El calcitriol (1,25-dihidroxicolecalciferol) se obtiene a partir de la vitamina D mediante reacciones de hidroxilación enzimáticas en el hígado y en los riñones. La vitamina D se obtiene de la dieta o por fotólisis del 7-deshidrocolesterol en la piel expuesta a la luz solar. El calcitriol actúa de forma concertada con la hormona paratiroidea en la homeostasis del Ca2+, regulando la concentración de Ca2+ en la sangre y el equilibrio entre deposición y movilización de Ca2+ en el hueso. A través de receptores nucleares, el calcitriol activa la síntesis de una proteína intestinal de unión de calcio, esencial para la asimilación del Ca2+ de la dieta. La ingesta insuficiente de vitamina D o defectos en la biosíntesis de calcitriol, producen enfermedades graves tales como el raquitismo, en la que los huesos son débiles y están mal formados.  HORMONAS TIROIDEAS: Las hormonas tiroideas T4 (tiroxina) y T3 (triyodotironina) se sintetizan a partir de la proteína precursora tiroglobulina. Hasta 20 residuos Tyr de la tiroglobulina se yodan enzimáticamente en la glándula tiroides. A continuación, se condensan dos residuos yodotirosina para formar el precursor de la tiroxina. Cuando se necesita la tiroxina se libera por proteólisis. La condensación de monoyodotirosina con diyodotirosina produce T3, que también es una hormona activa liberada por proteólisis. Las hormonas tiroideas actúan a través de receptores nucleares que estimulan el metabolismo energético, especialmente en el hígado y el músculo, a través del incremento de la expresión de genes que codifican enzimas clave del catabolismo.  ÓXIDO NÍTRICO (NO): El óxido nítrico es un radical libre relativamente estable que se sintetiza a partir de oxígeno molecular y del nitrógeno del grupo guanidinio de la arginina, en una reacción catalizada por la NO sintasa. Esta enzima se encuentra en muchos tejidos y tipos celulares: neuronas, macrófagos, hepatocitos, miocitos del músculo liso, células endoteliales de los vasos sanguíneos, células epiteliales del riñón.

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El NO actúa cerca de su lugar de liberación: penetra en la célula diana y activa a la enzima citosólica guanilil ciclasa, que cataliza la formación del segundo mensajero cGMP.

La liberación de hormonas está regulada por señales neuronales y hormonales jerarquizadas. Los niveles variables de hormonas específicas regulan procesos celulares específicos, pero ¿qué regula el nivel de cada hormona? Una respuesta breve es que el sistema nervioso central recibe señales de muchos sensores internos y externos (señales de peligro, hambre, ingesta alimenticia, composición y presión de la sangre, por ejemplo) y orquesta la producción de señales hormonales apropiadas por los tejidos endócrinos. Para una respuesta más completa, es necesario considerar los sistemas de producción de hormonas del cuerpo humano y algunas de sus interacciones funcionales. La figura lateral muestra la localización anatómica de las principales glándulas endócrinas de los humanos, y la figura de la página siguiente representa el “escalafón” de la jerarquía de señalización hormonal. El hipotálamo, una pequeña región del cerebro, es el centro de coordinación del sistema endocrino; recibe e integra mensajes procedentes del SNC. En respuesta a estos mensajes, el hipotálamo produce hormonas reguladoras (factores de liberación) que pasan directamente a la glándula hipófisis colindante a través de vasos sanguíneos y neuronas especiales que conectan las dos glándulas. La hipófisis tiene dos partes funcionalmente distintas. La hipófisis posterior contiene los extremos de los axones de muchas neuronas que se originan en el hipotálamo. Estas neuronas producen los pequeños péptidos con función hormonal vasopresina y oxitocina, que se desplazan por el axón hasta los extremos de los terminales nerviosos en la hipófisis, en donde son almacenados en gránulos de secreción en espera de la señal para su liberación. La hipófisis anterior responde a las hormonas hipotalámicas transportadas por la sangre, produciendo hormonas trópicas (también llamadas tropinas). Estos polipéptidos relativamente largos activan el siguiente nivel de glándulas endocrinas, entre las que se encuentran la corteza suprarrenal, la glándula tiroides, los ovarios y los testículos. Estas glándulas, a su vez, secretan sus hormonas específicas, que se transportan por la sangre hasta los tejidos diana. Por ejemplo, la hormona liberadora de la corticotropina del hipotálamo estimula la liberación de ACTH por la hipófisis anterior, que llega hasta la zona fasciculada de la corteza suprarrenal donde provoca la liberación de

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cortisol. El cortisol, la última hormona de esta cascada, actúa a través de sus receptores en muchos tipos de células diana para alterar su metabolismo. En los hepatocitos, una de las acciones del cortisol es aumentar la tasa de gluconeogénesis.

Las cascadas hormonales, tales como las responsables de la liberación del cortisol y de la adrenalina, tienen como resultado una gran ampliación de la señal inicial, y permiten la modulación precisa de la producción de la hormona final. A cada nivel de la cascada, una pequeña señal provoca una respuesta mayor. A cada nivel de la cascada hormonal cabe la posibilidad de retroinhibición sobre etapas anteriores de la cascada: un nivel innecesariamente elevado de la hormona final, o de una de las hormonas intermedias, inhibe la liberación de las hormonas anteriores de la cascada. Estos mecanismos de retroalimentación cumplen la misma finalidad que los que limitan la producción de una vía biosintética: un producto se sintetiza (o libera) sólo hasta haber alcanzado la concentración necesaria.

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17. Hormonas y bioseñalización. 17.2) Bioseñalización: características generales de la transducción de señales. Resumiendo la sección anterior: la capacidad de las células para recibir y actuar en respuesta a señales que provienen de más allá de la membrana plasmática es fundamental para la vida. Así: Las células bacterianas reciben información constante de proteínas de la membrana que actúan como receptores de información, y analizan del medio que les rodea el pH, la fuerza osmótica, la disponibilidad de alimento, oxígeno y luz, y la presencia de sustancias nocivas, depredadores o competidores para el alimento. Estas señales provocan respuestas apropiadas, tales como el movimiento hacia el alimento o el alejamiento de sustancias tóxicas. En organismos pluricelulares, células con diferentes funciones intercambian una amplia variedad de señales. Las células vegetales responden a hormonas de crecimiento y a variaciones de la luz solar. Las células animales intercambian información sobre las concentraciones de iones y glucosa en los fluidos extracelulares y las actividades metabólicas independientes que tienen lugar en diferentes tejidos y, en un embrión, la localización correcta de las células durante su desarrollo. En todos los casos vistos hasta el momento, la señal representa información que es detectada por receptores específicos y se convierte en una respuesta celular en la que siempre interviene un proceso químico. Esta conversión de información en cambio químico, transducción de señal, es una propiedad universal de las células vivas. Las transducciones de señal son extraordinariamente específicas y refinadamente sensibles: como ya vimos, la especificidad se consigue por complementariedad molecular precisa entre la molécula señal y el receptor, en la que intervienen el mismo tipo de fuerzas débiles (no covalentes) que tienen lugar en las interacciones enzimasustrato y antígeno-anticuerpo. Los organismos multicelulares tienen un nivel de especificidad adicional, ya que los receptores para una señal determinada, o las dianas intracelulares de una determinada vía de señal, sólo están presentes en ciertos tipos de células. La hormona liberadora de tirotropina (TRH), por ejemplo, desencadena respuestas en las células de la hipófisis anterior pero no en hepatocitos, que carecen de receptores para esta hormona. La adrenalina altera el metabolismo del glucógeno en los hepatocitos pero no en los adipocitos; en este caso, ambos tipos celulares tienen receptores para esta hormona, pero, mientras que los hepatocitos poseen glucógeno y la enzima metabolizadora de glucógeno que es estimulada por la adrenalina, los adipocitos no contienen ni lo uno ni lo otro. Tres factores explican la extraordinaria sensibilidad de los transductores de señal: la elevada afinidad de los receptores para las moléculas señal, la cooperatividad (a menudo pero no siempre) en la interacción entre el ligando y el receptor, y la amplificación de la señal por cascadas enzimáticas. La afinidad entre la señal (ligando) y el receptor puede expresarse como la constante de disociación Kd, a menudo 10–10 M o menos, lo que quiere decir que el receptor puede detectar concentraciones picomolares de una molécula señal. Las interacciones entre el ligando y el receptor pueden ser cuantificadas por el análisis de Scatchard, que proporciona una medida cuantitativa de la afinidad (Kd) y el número de sitios de unión a ligando en una muestra de receptor.

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La cooperatividad en las interacciones entre el ligando y el receptor acarrean grandes cambios en la activación del receptor con pequeños cambios en la concentración de ligando. La amplificación por cascadas enzimáticas tiene lugar cuando una enzima asociada con un receptor de señal se activa y, a su vez, cataliza la activación de muchas moléculas de una segunda enzima, cada una de las cuales activa muchas moléculas de una tercera enzima, y así sucesivamente. Estas cascadas dan lugar a amplificaciones de varios órdenes de magnitud en milisegundos. La respuesta a una señal también debe terminarse de modo que los efectos a lo largo de la ruta son proporcionales a la fuerza del estímulo original. La sensibilidad de los sistemas receptores está sujeta a modificación. Cuando una señal está presente de forma continua, se produce una desensibilización del sistema receptor; cuando el estímulo disminuye por debajo de un determinado umbral, el sistema se vuelve sensible de nuevo. Piense en lo que sucede a su sistema de transducción visual cuando pasa desde un sitio iluminado con luz del sol brillante a una habitación oscura, o desde la oscuridad a la luz. Una última característica notable de los sistemas de transducción de señal es la integración, la capacidad del sistema para recibir múltiples señales y producir una respuesta unificada apropiada a las necesidades de la célula o del organismo. Diferentes vías de señalización conversan las unas con las otras a diferentes niveles, originando una abundancia de interacciones que mantienen la homeostasis en la célula y el organismo.

Una de las revelaciones de la investigación sobre la señalización es la notable conservación de los mecanismos de señalización durante la evolución. A pesar de que el número de señales biológicas es grande, probablemente millares, y que la variedad de respuestas a dichas señales es comparablemente numerosa, la maquinaria para transducir todas estas señales se construye a partir de 10 tipos básicos de proteínas.

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En este capítulo consideramos los detalles moleculares de diversos sistemas de transducción de señal representativos, clasificados según el tipo de receptor. El desencadenante para cada sistema es diferente pero las características generales de la transducción de señal son comunes para todos: Una señal interacciona con un receptor; el receptor activado interacciona con la maquinaria celular produciendo una segunda señal o un cambio en la actividad de una proteína celular; la actividad metabólica de la célula diana experimenta un cambio; finalmente, el fenómeno de transducción se acaba. Para ilustrar estas características generales de los sistemas de señalización, aportamos ejemplos de cada uno de los seis mecanismos básicos de señalización: 1. Receptores acoplados a proteína G que activan indirectamente (a través de proteínas que unen GTP, o proteínas G) enzimas que producen segundos mensajeros intracelulares. Este tipo de receptor se ilustra con el sistema receptor β-adrenérgico que detecta adrenalina (epinefrina). 2. Receptores tirosina quinasas, receptores de la membrana plasmática que son también enzimas. Cuando se activa uno de esos receptores por su ligando extracelular, cataliza la fosforilación de varias proteínas citosólicas o de la membrana plasmática. Un ejemplo lo constituye el receptor de insulina; el receptor del factor de crecimiento epidérmico (EGF-R) es otro. 3. Receptores guanilil ciclasas, que también son receptores de la membrana plasmática con un dominio citoplasmático enzimático. El segundo mensajero intracelular de estos receptores, guanosina monofosfato cíclico (cGMP), activa una proteína quinasa citosólica que fosforila proteínas celulares, con lo que cambian sus actividades. 4. Los canales iónicos de compuerta de la membrana plasmática que se abren y se cierran en respuesta a la unión de ligandos químicos o cambios en el potencial transmembrana. Estos son los transductores de señal más sencillos. El canal iónico del receptor de acetilcolina es un ejemplo de este mecanismo. 5. Los receptores de adhesión, que interaccionan con componentes macromoleculares de la matriz extracelular (tal como el colágeno) y llevan al sistema citoesquelético instrucciones sobre migración celular o adherencia a la matriz. Las integrinas ilustran este tipo general de mecanismo de transducción. 6. Receptores nucleares (receptores de esteroides) que al unirse a su ligando específico (tal como la hormona estrógena) alteran la velocidad a la que genes específicos son transcritos y traducidos en proteínas celulares. Debido a que las hormonas esteroides funcionan a través de mecanismos íntimamente relacionados con la regulación de la expresión génica, aquí son considerados muy brevemente.

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17. Hormonas y bioseñalización. 17.3) Receptores acoplados a proteína G y segundos mensajeros. La transducción de señal, a través de receptores acoplados a proteína G (GPCR) está definida por tres componentes esenciales: 1. Un receptor de membrana plasmática con siete segmentos helicoidales transmembrana, 2. Una enzima efectora en la membrana plasmática que genera un segundo mensajero intracelular, y 3. Una proteína fijadora de un nucleótido de guanosina (proteína G) que activa a la enzima efectora. La proteína G estimulada por el receptor activado, intercambia el GDP unido por GTP; el complejo GTP-proteína se disocia del receptor ocupado y se une a una enzima próxima, alterando su actividad. El genoma humano codifica unos 350 GPCR para detectar hormonas, factores de crecimiento y otros ligandos endógenos, y unos 500 que sirven como receptores del olfato y del gusto. El receptor β-adrenérgico, con su biología y farmacología bien conocidas, es el prototipo de todos los GPCR.

El sistema receptor β-adrenérgico actúa a través del segundo mensajero cAMP. La acción de la adrenalina empieza cuando la hormona se une a un receptor proteico en la membrana plasmática de una célula sensible a la hormona. Los receptores adrenérgicos son de cuatro tipos generales: α1, α2, β1 y β2, definidos por diferencias en sus afinidades y respuestas a un grupo de agonistas y antagonistas. Los agonistas son análogos estructurales que se unen a un receptor e imitan los efectos de su ligando natural. Los antagonistas son análogos que se unen sin provocar el efecto normal y bloquean los efectos de los agonistas, ligando biológico incluido. A veces, la afinidad del agonista sintético o del antagonista hacia el receptor es mayor que la del agonista natural.

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Los cuatro tipos de receptores adrenérgicos se encuentran en diferentes tejidos diana y dan lugar a respuestas diferentes frente a la adrenalina. Nosotros nos centramos en los receptores β-adrenérgicos de músculo, hígado y tejido adiposo. Estos receptores provocan cambios en el metabolismo energético, incluidos el incremento en la degradación del glucógeno y de las grasas. Los receptores adrenérgicos de los subtipos β1 y β2 actúan a través del mismo mecanismo, por lo que en nuestra discusión, “β-adrenérgico” se refiere a los dos tipos. El receptor β-adrenérgico es una proteína integral con siete regiones hidrofóbicas de 20 a 28 residuos aminoácidos que “serpentean” de un lado a otro de la membrana plasmática un total de siete veces (de ahí los nombres alternativos para los GPCR: receptores serpentina o receptores heptahelicoidales). La unión de adrenalina a un sitio del receptor en la profundidad de la membrana (etapa 1) promueve un cambio de conformación en el dominio intracelular del receptor. Este cambio de conformación afecta a la interacción del receptor con la segunda proteína en la vía de transducción de señal: una proteína G estimuladora, o GS, en la cara citosólica de la membrana plasmática. La GS activa estimula la producción de cAMP (AMP cíclico) por acción de la adenilil ciclasa en la membrana plasmática. La GS, prototipo de una familia de proteínas G que actúan en la bioseñalización, es heterotrimérica, con estructura de subunidades αβγ. Cuando el sitio de unión a nucleótido de GS (en la subunidad α) está ocupado por GTP, GS es activa y puede activar a la adenilil ciclasa (AC). Cuando dicho sitio de unión está ocupado por GDP, GS es inactiva. El receptor β-adrenérgico activado interacciona con GS catalizando el desplazamiento de GDP unido por GTP y convirtiendo a GS en su forma activa (paso 2). Cuando sucede, las subunidades β y γ de GS se disocian de la α en forma de dímero βγ y GSα, con su GTP unido, se desplaza en el plano de la membrana desde el receptor a una molécula cercana de adenilil ciclasa (paso 3). GSα se mantiene unido a la membrana por un grupo palmitilo unido covalentemente. La adenilil ciclasa es una proteína integral de la membrana plasmática con su sitio activo en la cara citosólica. La asociación de GSα activa con la adenilil ciclasa, estimula a la ciclasa a catalizar la síntesis de cAMP a partir de ATP (paso 4), elevando la [cAMP] citosólica. La interacción entre GSα y la adenilil ciclasa sólo es posible cuando las regiones de “conmutación” de la GSα están expuestas debido a un cambio conformacional inducido por GTP. Esta estimulación por GSα es autolimitante; GSα es una GTPasa que se autodesconecta al convertir su GTP unido en GDP. La ahora inactiva GSα se disocia de la adenilil ciclasa, volviendo inactiva a la enzima. Después, GSα se reasocia con el dímero βγ (GSβγ), y el GS inactivo está de nuevo disponible para interaccionar con un receptor unido a hormona. Diversas proteínas G actúan como conmutadores binarios en sistemas de señalización con GPCR y en muchos procesos en los que interviene la fusión o fisión de membranas.

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La adrenalina ejerce sus efectos posteriores a través del aumento de la [cAMP] resultante de la activación de la adenilil ciclasa. A su vez, el AMP cíclico activa alostéricamente a la proteína quinasa dependiente de cAMP, también denominada proteína quinasa A o PKA (paso 5), que cataliza la fosforilación de otras proteínas, incluida la glucógeno fosforilasa b quinasa. Esta enzima es activa cuando está fosforilada y así puede iniciar el proceso de movilización del glucógeno a partir de las reservas en el músculo y en el hígado en anticipación a las necesidades energéticas. La forma inactiva de la PKA contiene dos subunidades catalíticas idénticas (C) y dos subunidades reguladoras idénticas (R). El complejo tetramérico R2C2 es catalíticamente inactivo, debido a que un dominio autoinhibidor de cada subunidad R ocupa el sitio de unión a sustrato de cada subunidad C. Cuando se une cAMP a las subunidades R, éstas experimentan un cambio de conformación que mueve el dominio autoinhibidor de R fuera del dominio catalítico de C, con lo que se disocia el complejo R2C2 dando dos subunidades C catalíticamente activas libres. Este mismo mecanismo básico, el desplazamiento de un dominio autoinhibidor, interviene en la activación alostérica de muchos tipos de proteínas quinasas por sus segundos mensajeros.

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La PKA regula diversas enzimas posteriores en la ruta de señalización. Aunque estas dianas posteriores tienen diversas funciones, comparten una región con similitud de secuencia alrededor del residuo Ser o Thr que experimenta fosforilación, secuencia que los marca para la regulación por la PKA.

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La transducción de señal por la adenilil ciclasa impone varias etapas que amplifican la señal hormonal original. Primero, la unión de una molécula de hormona a una molécula de receptor, activa catalíticamente varias moléculas de GS. A continuación, mediante la activación de una molécula de adenilil ciclasa, cada molécula de GSα activa estimula la síntesis catalítica de muchas moléculas de cAMP. El segundo mensajero cAMP activa ahora a la PKA, cada molécula de la cual cataliza la fosforilación de muchas moléculas de la proteína diana (fosforilasa b quinasa). Esta quinasa activa la glucógeno fosforilasa b, lo que conduce a la rápida movilización de glucosa a partir del glucógeno. El efecto neto de la cascada es la amplificación de la señal hormonal en varios órdenes de magnitud, lo que da cuenta de la muy baja concentración de adrenalina (o de otra hormona) necesaria para la actividad hormonal.

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Diversos mecanismos inducen la terminación de la respuesta del receptor β-adrenérgico. Para que un sistema de transducción de señal sea útil, se debe desconectar cuando ha finalizado el estímulo (ya sea hormonal o de otro tipo), por lo que los mecanismos de desconexión de la señal son intrínsecos a todos los sistemas de señalización. La mayoría de los sistemas también se adaptan a la presencia continuada de la señal haciéndose menos sensibles a la misma en el proceso de desensibilización.

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El sistema β-adrenérgico ilustra ambos mecanismos. Cuando la concentración de adrenalina en la sangre disminuye por debajo de la Kd de su receptor, la hormona se disocia del receptor y este último vuelve a adoptar la conformación inactiva en la que ya no es activado por GS. Un segundo modo de acabar la respuesta a la estimulación β-adrenérgica, es la hidrólisis del GTP unido a la subunidad Gα, catalizada por la actividad GTPasa intrínseca de la proteína G. La conversión del GTP unido en GDP favorece el retorno de Gα a la conformación en la que une las subunidades Gβγ, conformación en la que la proteína G no puede interaccionar con la adenilil ciclasa o estimularla. Esto finaliza la producción de cAMP. La velocidad de inactivación de GS depende de la actividad GTPasa, que en el caso de Gα sola es muy débil. No obstante, las proteínas activadoras de la GTPasa (GAP) estimulan esta actividad GTPasa provocando una más rápida inactivación de la proteína G. Las GAP pueden regularse por otros factores, provocando una fina adaptación de la respuesta a la estimulación β-adrenérgica. Un tercer mecanismo para terminar la respuesta es eliminar el segundo mensajero: hidrólisis del cAMP a 5’-AMP (que no es activo como segundo mensajero) por acción de la nucleótido cíclico fosfodiesterasa (paso 7 en la figura de la pág. 202). Finalmente, al acabar la ruta de señalización, los efectos metabólicos resultantes de la fosforilación enzimática son invertidos por la acción de las fosfoproteína fosfatasas, que hidrolizan los residuos de Ser, Thr o Tyr fosforilados con liberación de fosfato inorgánico (Pi). Unos 150 genes del genoma humano codifican fosfoproteína fosfatasas, menos que los que codifican proteínas quinasas (aprox. 500). Se sabe que algunas de estas fosfatasas están reguladas; otras pueden actuar de forma constitutiva. Cuando la [cAMP] disminuye y la PKA vuelve a su forma inactiva (paso 7), el equilibrio entre fosforilación y desfosforilación se inclina hacia la desfosforilación debido a estas fosfatasas.

El receptor β-adrenérgico se desensibiliza mediante fosforilación y por asociación con arrestina. Entonces, los sistemas de transducción de señal experimentan una desensibilización cuando finaliza la señal. Un mecanismo diferente, la desensibilización, apaga las respuestas incluso cuando persiste la señal. En la desensibilización del receptor β-adrenérgico interviene una proteína quinasa que fosforila al receptor en el dominio intracelular que normalmente interacciona con GS. Cuando el receptor está ocupado por la adrenalina, la enzima receptor β-adrenérgico quinasa (βARK, también llamada GRK2) fosforila varios residuos Ser cerca del extremo carboxilo-terminal del receptor que se encuentra en el lado citoplasmático de la membrana plasmática. La βARK, normalmente localizada en el citosol, se transloca a la membrana plasmática gracias a su asociación con las subunidades GSβγ con lo que queda posicionada para fosforilar al receptor. La fosforilación del receptor crea un sitio de unión para la proteína β-arrestina (βarr, también denominada arrestina 2), y la unión de la β-arrestina impide de forma eficiente la interacción entre el receptor y la proteína G. La unión de la β-arrestina también facilita el secuestro del receptor, es decir, la eliminación de las moléculas de receptor de la membrana plasmática por endocitosis en pequeñas vesículas intracelulares. Los receptores en las vesículas endocíticas son finalmente desfosforilados y devueltos a la membrana plasmática, completando el circuito y resensibilizando al sistema a la adrenalina.

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La βARK es miembro de una familia de quinasas de receptores acoplados a proteínas G (GRK), todas las cuales fosforilan GPCR en sus dominios citoplasmáticos carboxilo-terminales y juegan un papel similar al de las βARK en la desensibilización y resensibilización de sus receptores. Al menos cinco GRK diferentes y cuatro arrestinas diferentes están codificadas en el genoma humano; cada GRK puede desensibilizar un subconjunto particular de GPCR mientras que cada arrestina puede interaccionar con muchos tipos diferentes de receptores fosforilados.

El AMP cíclico actúa como segundo mensajero para muchas moléculas reguladoras. La adrenalina es sólo una de las muchas hormonas, factores de crecimiento y otras moléculas reguladoras que actúan gracias al cambio intracelular de [cAMP] y por lo tanto de la actividad de la PKA. Por ejemplo, el glucagón se une a su receptor en las membranas plasmáticas de los adipocitos, activando (vía una proteína GS) la adenilil ciclasa. La PKA, estimulada como resultado del aumento de la [cAMP], fosforila y activa dos proteínas clave para la movilización de los ácidos grasos almacenados en la grasa.

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De la misma forma, la hormona peptídica ACTH (hormona adrenocorticotrópica, también conocida como corticotropina), producida en la hipófisis anterior, se une a receptores específicos en el córtex suprarrenal, activando la adenilil ciclada y aumentando la [cAMP] intracelular. La PKA seguidamente fosforila y activa varias enzimas que se requieren para la síntesis de cortisol y otras hormonas esteroideas. En muchos tipos celulares, la subunidad catalítica de la PKA también puede desplazarse al núcleo, donde fosforila una proteína de unión al elemento de respuesta a cAMP que altera la expresión de genes específicos regulados por cAMP. Algunas hormonas actúan inhibiendo a la adenilil ciclasa, disminuyendo los niveles de cAMP y suprimiendo la fosforilación de proteínas. Por ejemplo, la unión de somatostatina a su receptor desencadena la activación de una proteína G inhibidora, o GI, estructuralmente homóloga a GS, que inhibe a la adenilil ciclasa y disminuye la [cAMP]. La somatostatina, por lo tanto, contrarresta los efectos del glucagón. Del mismo modo que con la somatostatina, en tejidos con receptores α2-adrenérgicos, la adrenalina disminuye la [cAMP] porque los receptores están acoplados a la adenilil ciclasa a través de una proteína G inhibidora, GI. En resumen, una señal extracelular tal como la adrenalina puede tener efectos muy diferentes en los distintos tejidos o tipos celulares, dependiendo de tres factores: 1. El tipo de receptor en cada tejido, 2. El tipo de proteína G (GS o GI) con la que se acopla el receptor, y 3. El conjunto de enzimas diana de la PKA en la célula. Un cuarto factor que explica por qué un único segundo mensajero (cAMP) puede intervenir en la transducción de tantos tipos de señales es el confinamiento del proceso de señalización a una región específica de la célula mediante proteínas adaptadoras, proteínas no catalíticas que mantienen juntas otras moléculas proteicas que funcionan concertadamente. Las AKAP (proteínas de anclaje de la quinasa A), por ejemplo, son proteínas adaptadoras multivalentes; una parte se une a la subunidad R de la PKA, y la otra a una estructura específica dentro de la célula que confina a la PKA a la proximidad de tal estructura. Existen AKAP específicas que unen a la PKA a los microtúbulos, a los filamentos de actina, a canales iónicos, a las mitocondrias o núcleos. Diferentes tipos de células tienen diferentes dotaciones de AKAP, de modo que el cAMP podría estimular la fosforilación de proteínas mitocondriales en una célula y la fosforilación de los filamentos de actina en otra. En algunos casos, una AKAP conecta a la PKA con la enzima que provoca la activación de la PKA (adenilil ciclasa). Otras veces, la PKA es conectada con la enzima que termina la acción de la PKA (cAMP fosfodiesterasa o fosfoproteína fosfatasa). Está claro que para comprender completamente la señalización celular, los investigadores necesitan herramientas lo suficientemente precisas para poder detectar y estudiar los aspectos espacio-temporales de los procesos de señalización a nivel celular y en tiempo real.

Diacilglicerol, inositol trisfosfato y Ca2+ tienen papeles relacionados como segundos mensajeros. Una segunda y amplia clase de GPCR están acoplados, a través de una proteína G, a una fosfolipasa C (PLC) de la membrana plasmática que es específica para el lípido de membrana fosfatidilinositol 4,5-bisfosfato, o PIP2. Cuando una hormona que actúa según este mecanismo (Tabla 12-4) se une a su receptor específico en la membrana plasmática (paso 1), el complejo hormona-receptor cataliza el intercambio GTP-GDP en una proteína G asociada, Gq (paso 2), activándola exactamente igual a como el receptor β-adrenérgico activa GS.

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La Gq activada, a su vez, activa una PLC específica para PIP2 (paso 3), que cataliza (paso 4) la producción de dos potentes segundos mensajeros, diacilglicerol e inositol 1,4,5-trisfosfato (o IP3).

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El inositol trisfosfato, un producto hidrosoluble, difunde desde la membrana plasmática al retículo endoplasmático (RE), donde se une a receptores específicos de canales de Ca2+ regulados por IP3 provocando su apertura. La acción de la bomba SERCA asegura que la [Ca2+] en el RE es órdenes de magnitud superior a la citosólica, de manera que cuando se abren los canales regulados por Ca2+ éste fluye rápidamente hacia dentro del citosol (paso 5), y la [Ca2+] aumenta abruptamente hasta 10–6 M. Un efecto de la [Ca2+] elevada es la activación de la proteína quinasa C (PKC). El diacilglicerol coopera con el Ca en la activación de la PKC, por lo que también actúa como un segundo mensajero (paso 6). La activación implica el desplazamiento de un dominio de la PKC (el dominio del pseudosustrato) lejos de su localización en la región de unión del sustrato de la enzima. Esto permite que la enzima se una a, y fosforile a, proteínas que contienen una secuencia consenso de la PKC: residuos de Ser o Thr incrustados en una secuencia de aminoácidos reconocida por la PKC (paso 7). 2+

Existen varias isozimas de la PKC, cada una de ellas con una distribución tisular, especificidad de proteínas diana y función características. Entre sus dianas se cuentan proteínas del citoesqueleto, enzimas, y proteínas nucleares que regulan la expresión génica. Esta familia de enzimas tiene una amplia gama de acciones celulares que afectan, por ejemplo, la función neuronal e inmune y la regulación de la división celular.

El calcio es un segundo mensajero que puede estar localizado en el espacio y el tiempo. Existen muchas variaciones del esquema básico de la señalización por Ca2+. En muchos tipos celulares que responden a señales extracelulares, el Ca2+ se utiliza como segundo mensajero que desencadena respuestas intracelulares, tales como la exocitosis en neuronas y células endócrinas, contracción muscular o reordenamiento del citoesqueleto durante el movimiento ameboide. En células no estimuladas, la [Ca2+] citosólica se mantiene en un nivel muy bajo por acción de las bombas de Ca en el RE, en la mitocondria y en la membrana plasmática. Los estímulos hormonales, neuronales o de otro tipo, provocan una entrada de Ca2+ al interior de la célula, a través de los canales específicos de Ca2+ en la membrana plasmática, o liberan el Ca2+ retenido por el RE o la mitocondria: en ambos casos aumentan la [Ca2+] citosólica y desencadenan la respuesta celular. 2+

Los cambios en la [Ca2+] intracelular son detectados por proteínas de unión de Ca2+ que regulan un conjunto de enzimas dependientes de Ca2+. La calmodulina (CaM) es una proteína acídica con cuatro sitios de unión de Ca2+ de alta afinidad. Cuando la [Ca2+] intracelular alcanza valores de 10–6 M (1 μM), la unión del calcio a la calmodulina provoca un cambio de conformación en la proteína.

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La calmodulina se asocia con una gran variedad de proteínas y, en su estado unido al Ca2+, modula sus actividades. La calmodulina es miembro de una familia de proteínas que unen Ca2+, entre las que también se encuentra la troponina, que provoca la contracción del músculo esquelético como respuesta al aumento de la [Ca2+]. Esta familia comparte una característica de la estructura de fijación de Ca2+: la mano EF.

La calmodulina es, también, una subunidad integral de las proteínas quinasas dependientes de Ca2+/calmodulina (CaM quinasas tipos I a IV). Cuando la [Ca2+] intracelular aumenta en respuesta a un estímulo, la calmodulina une Ca2+, experimenta un cambio en la conformación y activa la CaM quinasa. Entonces, la quinasa fosforila a un grupo de proteínas diana, regulando sus actividades. La calmodulina es, también, una subunidad reguladora de la fosforilasa b quinasa del músculo, que se activa por Ca2+. Así, el Ca2+ desencadena las contracciones del músculo, que requieren ATP, mientras activa al mismo tiempo la degradación del glucógeno, lo que proporciona combustible para la síntesis de ATP. Se conocen muchas otras enzimas que también están reguladas por Ca2+ a través de la calmodulina (Tabla 12-5). La actividad del segundo mensajero Ca2+, al igual que la del cAMP, puede estar restringida en el espacio: después de que su liberación provoque una respuesta local, se elimina el Ca2+ antes de que pueda difundir a partes distantes de la célula.

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Muy frecuentemente, la [Ca2+] no sólo sube y a continuación decae, sino que oscila en períodos de varios segundos, incluso cuando la concentración extracelular de la hormona desencadenante permanece constante. En este mecanismo por el cual se producen las oscilaciones de la [Ca2+], probablemente interviene una regulación por retroalimentación del Ca2+ sobre alguna parte del mecanismo de liberación de Ca2+. Cualquiera que sea el mecanismo, el efecto es que una clase de señal (concentración de hormona, por ejemplo) se convierte en otra (frecuencia y amplitud de “puntas” de la [Ca2+] intracelular). La señal de Ca2+ disminuye a medida que el Ca2+ difunde alejándose de la fuente inicial (el canal de Ca2+), es secuestrado en el RE o se bombea fuera de la célula. Hay un intercambio de mensajes significativo entre los sistemas de señalización por Ca2+ y por cAMP. En algunos tejidos, tanto la enzima que produce cAMP (adenilil ciclasa) como la enzima que lo degrada (fosfodiesterasa), son estimuladas por el Ca2+: Los cambios en el tiempo y en el espacio de la [Ca2+] pueden producir, por lo tanto, cambios transitorios y localizados en la [cAMP]. Ya mencionamos que la PKA, la enzima que responde a cAMP, es a menudo parte de un complejo supramolecular muy localizado ensamblado sobre proteínas armazón (tales como las AKAP). Esta localización subcelular de las enzimas diana, combinada con los gradientes temporales y espaciales de la [Ca2+] y de [cAMP], permiten que la célula responda a una o a varias señales con cambios metabólicos sutilmente matizados, que están localizados en el espacio y en el tiempo.

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17. Hormonas y bioseñalización. 17.4) Receptores tirosina quinasas. Los receptores tirosina quinasas (RTK), que constituyen una gran familia de receptores de la membrana plasmática con actividad proteína quinasa intrínseca, transducen señales extracelulares mediante un mecanismo fundamentalmente diferente al de los GPCR. Los RTK tienen un dominio de unión a ligando en la cara extracelular de la membrana plasmática, y un sitio activo enzimático en el lado citosólico, con los dos dominios conectados por un único segmento transmembrana. El dominio citoplasmático es una proteína quinasa que fosforila residuos de Tyr de proteínas diana específicas; es, por lo tanto, una tirosina quinasa. Los receptores de insulina y del factor de crecimiento epidérmico son prototipos de este grupo.

La estimulación del receptor de insulina inicia una cascada de reacciones de fosforilación de proteínas. La insulina regula tanto enzimas metabólicas como la expresión génica: la insulina no entra en las células pero inicia una señal que discurre por un camino ramificado: desde el receptor de la membrana plasmática hacia enzimas sensibles a la insulina, y hasta el núcleo, en donde estimula la transcripción de genes específicos. El receptor de insulina (INS-R) activo, consiste en dos subunidades α idénticas que sobresalen de la cara externa de la membrana plasmática, y dos subunidades β transmembrana con su extremo carboxilo sobresaliendo dentro del citosol. Las subunidades α contienen el dominio de unión a insulina, mientras que los dominios intracelulares de las subunidades β contienen la actividad proteína quinasa que transfiere un grupo fosforilo desde el ATP hasta el grupo hidroxilo de residuos Tyr en proteínas diana específicas. La señalización a través de INS-R empieza cuando la unión de insulina pone en marcha la actividad tirosina quinasa: cada subunidad β fosforila tres residuos Tyr críticos cerca del extremo carboxilo de la otra subunidad β en el dímero (αβ)2. Esta autofosforilación desbloquea el sitio activo, permitiendo que la enzima fosforile residuos Tyr de otras proteínas diana. El mecanismo de activación de la proteína quinasa del INS-R es similar al descrito para la PKA y la PKC: una región del dominio citoplasmático (una secuencia autoinhibidora) que tapa normalmente el sitio activo, se desplaza fuera del sitio activo después de ser fosforilada, abriendo el sitio para la unión de proteínas diana.

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Una de las proteínas diana de INS-R es el sustrato-1 del receptor de insulina (IRS-1). Una vez fosforilado en varios de sus residuos Tyr, IRS-1 pasa a ser el punto de nucleación de un complejo de proteínas que transportan el mensaje desde el receptor de insulina hasta dianas finales en el citosol y en el núcleo, a través de largas series de proteínas intermediarias. Primero, un residuo P-Tyr de IRS-1 es unido por el dominio SH2 de la proteína Grb2 (SH2 es una abreviación de Src homology 2, así llamado porque la secuencia de un dominio SH2 es similar a un dominio de otra proteína Tyr quinasa llamada Src). Varias proteínas de señalización contienen dominios SH2, todos los cuales unen residuos P-Tyr de otra proteína. Grb2 es una proteína adaptadora sin actividad enzimática intrínseca. Su función es poner en contacto dos proteínas (en este caso, IRS-1 y la proteína Sos) que han de interactuar para permitir la transducción de señal. Además de su dominio SH2 (de unión a P-Tyr), Grb2 también contiene un segundo dominio de unión de proteína, SH3, que se une a regiones ricas en residuos Pro de Sos, y recluta a Sos en el complejo proteico en formación. Cuando Sos se une a Grb2, Sos actúa como factor de intercambio de nucleótidos de guanosina (GEF), catalizando la sustitución del GDP unido por GTP en Ras, una proteína G de la familia de las que unen nucleótidos de guanosina.

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Ras es el prototipo de una familia de proteínas G pequeñas que intervienen en una amplia variedad de transducciones de señal. Al igual que la proteína G trimérica que funciona con el sistema β-adrenérgico, Ras puede existir en la conformación con GTP unido (activa) o con GDP unido (inactiva). Sin embargo, Ras actúa en forma monomérica. Cuando se une GTP, Ras puede activar a una proteína quinasa, Raf-1, la primera de tres proteínas quinasas (Raf-1, MEK y ERK) que forman una cascada en la que cada quinasa activa a la siguiente por fosforilación. Cuando ERK se activa, interviene en algunos de los efectos biológicos de la insulina al entrar en el núcleo y fosforilar factores de transcripción tales como Elk1, que modula la transcripción de unos 100 genes regulados por insulina. Las proteínas Raf-1, MEK y ERK son miembros de tres grandes familias, para las que se utilizan varias nomenclaturas. ERK es miembro de la familia MAPK: proteínas quinasas activadas por mitógeno. Los mitógenos son señales extracelulares que actúan induciendo la mitosis y la división celular. MEK pertenece a la familia MAPKK. Raf-1 pertenece a la familia MAPKKK. La vía de la insulina es ejemplo de otras vías en las que señales hormonales provocan la fosforilación de enzimas diana por proteínas quinasas. La diana de fosforilación es a menudo otra proteína quinasa, que fosforila entonces una tercera proteína quinasa, y así sucesivamente. El resultado es una cascada de reacciones que amplifica la señal inicial en muchos órdenes de magnitud. Las cascadas MAPK intervienen en la señalización iniciada por diversos factores de crecimiento, tales como el factor de crecimiento derivado de plaquetas (PDGF) y el factor de crecimiento epidérmico (EGF).

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17. Hormonas y bioseñalización. 17.5) Regulación de la transcripción por hormonas esteroideas. Un gran grupo de esteroides, el ácido retinoico (retinoide) y las hormonas tiroideas, forman un amplio grupo de hormonas (ligandos de receptores) que ejercen sus efectos, al menos en parte, por un mecanismo esencialmente diferente del de otras hormonas: actúan en el núcleo alterando la expresión génica. Las hormonas esteroideas (estrógeno, progesterona y cortisol, por ejemplo), demasiado hidrofóbicas como para disolverse fácilmente en la sangre, se transportan mediante proteínas transportadoras específicas –desde su punto de liberación hasta los tejidos diana-. En las células diana, estas hormonas pasan a través de la membrana plasmática por simple difusión y se unen a proteínas receptoras específicas en el núcleo. Los receptores de las hormonas esteroideas sin ligando unido (aporreceptores) pueden actuar suprimiendo la transcripción de genes diana. La unión de la hormona desencadena cambios de conformación de una proteína receptora y, de esta forma, es capaz de interaccionar con secuencias reguladoras específicas de DNA, denominadas elementos de respuesta a hormonas (HRE), alterando así la expresión génica. El complejo receptor-hormona unida intensifica la expresión de genes específicos adyacentes a HRE con la ayuda de otras proteínas esenciales para la transcripción. Se requieren horas o días para que estos reguladores tengan un efecto completo, el tiempo requerido para que los cambios en la síntesis de RNA y la posterior síntesis de proteínas sean evidentes en forma de un metabolismo alterado. El mecanismo clásico para la acción de las hormonas esteroideas a través de receptores nucleares no explica ciertos efectos de los esteroides que son demasiado rápidos para ser el resultado de una síntesis proteica alterada. Por ejemplo, se sabe que la dilatación de los vasos sanguíneos mediante estrógenos es independiente de la transcripción génica o de la síntesis de proteínas, al igual que el descenso de la [cAMP] celular inducida por esteroides. Otro mecanismo de transducción en el que intervendrían receptores de la membrana plasmática podría ser responsable de estos efectos.

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